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Sep 25, 2023

Systemische Tierarzneimittel zur Bekämpfung der Bettwanze Cimex lectularius in Geflügelfarmen

Parasites & Vectors Band 15, Artikelnummer: 431 (2022) Diesen Artikel zitieren 3829 Zugriffe 2 Zitate 418 Altmetric Metrics Details Die gewöhnliche Bettwanze, Cimex lectularius L., ist eine hämatophage Pflanze

Parasites & Vectors Band 15, Artikelnummer: 431 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Details zu den Metriken

Die Bettwanze Cimex lectularius L. ist ein hämatophager Ektoparasit, der in den 1960er Jahren ein häufiger Schädling in Geflügelfarmen war. Dichlordiphenyltrichlorethan (DDT) und Organophosphate haben die meisten Befälle ausgerottet, aber gleichzeitig mit ihrem weltweiten Wiederaufleben als menschliche Ektoparasiten ist der Befall mit Bettwanzen in Geflügelfarmen wieder aufgetreten. Obwohl die Auswirkungen von Bettwanzen auf die Gesundheit von Hühnern nicht quantifiziert wurden, wird erwartet, dass häufiges Beißen und Blutsaugen bei Vögeln zu Stress, Infektionen und sogar Anämie führen. Die Möglichkeiten zur Bekämpfung von Bettwanzen sind begrenzt, da die Umgebung von Geflügel empfindlich ist, nur wenige Produkte zur Bekämpfung von Bettwanzen zugelassen sind und Bettwanzenpopulationen resistent gegen ein breites Spektrum an Wirkstoffen sind. Tierarzneimittel werden üblicherweise zur Bekämpfung von Endo- und Ektoparasiten bei Tieren eingesetzt. In dieser Studie untersuchten wir die Wirkung zweier gängiger Tierarzneimittel auf Bettwanzen, indem wir den Wirt mit systemischen Antiparasitika behandelten.

Wir haben Dosis-Wirkungs-Studien mit Ivermectin und Fluralaner gegen mehrere Bettwanzenstämme mithilfe eines Membranfütterungssystems durchgeführt. Außerdem wurden Hühnern unterschiedliche Dosen dieser Arzneimittel verabreicht und zwei Verabreichungsmethoden (topische Behandlung und Einnahme) angewendet, um die Wirksamkeit von Ivermectin und Fluralaner auf die Bettwanzensterblichkeit zu bewerten.

Unter Verwendung eines künstlichen Fütterungssystems verursachten sowohl Ivermectin als auch Fluralaner eine hohe Sterblichkeit bei insektizidempfindlichen Bettwanzen, und Fluralaner erwies sich als wirksam bei pyrethroid- und fipronilresistenten Bettwanzen. Ivermectin war bei Hühnern weder durch die topische Behandlung noch durch die Einnahme wirksam, wohingegen Bettwanzen, die sich von Hühnern ernährten, die Fluralaner eingenommen hatten, bis zu 28 Tage nach der Behandlung eine hohe Sterblichkeit aufwiesen, wenn sie sich von diesen Hühnern ernährten.

Diese Ergebnisse legen nahe, dass systemische Ektoparasitika ein großes Potenzial für den praktischen Einsatz zur Bekämpfung von Bettwanzenbefall in Geflügelfarmen haben. Diese Ergebnisse belegen auch die Wirksamkeit von Fluralaner (und möglicherweise auch anderer Isoxazoline) als wirksamer neuer Wirkstoff zur Bekämpfung von Bettwanzen.

Die Gewöhnliche Bettwanze (Cimex lectularius L.) ist ein obligat hämatophager Ektoparasit, der sich von Menschen ernährt. Allerdings parasitieren Bettwanzen opportunistisch auch andere Tiere, darunter Vögel und Fledermäuse [1]. Bettwanzenbefall in Geflügelfarmen wurde bereits in den 1940er Jahren in Nordamerika [2] und Europa [3] gemeldet. In den USA wurden 1985 Bettwanzen als Hauptschädlinge bei Geflügel gemeldet [4].

Bettwanzen sind flügellose, nachtaktive, kryptische Insekten mit begrenzter Ausbreitungsfähigkeit; Daher ist es wahrscheinlich, dass die Einschleppung von Bettwanzen in Geflügelbetriebe entweder über die Lieferkette oder durch Landarbeiter durch Menschen verursacht wird [4]. Obwohl die Auswirkungen von Bettwanzen auf die Gesundheit von Geflügel noch nicht ausreichend erforscht sind, kann man wie bei anderen blutsaugenden Ektoparasiten davon ausgehen, dass Bettwanzenbefall zu Juckreiz, Federpicken, Unruhe, Anämie, Sekundärinfektionen und einer allgemeinen Verschlechterung der Gesundheit von Geflügel führen würde und Produktion [5, 6].

In den späten 1940er Jahren wurde der Bettwanzenbefall in der Geflügelindustrie durch den Einsatz von Dichlordiphenyltrichlorethan (DDT) und Organophosphaten weitgehend ausgerottet [3]. Heutzutage sind Pyrethroide neben einigen Organophosphaten, Spinosynen und Neonicotinoiden die wichtigste Klasse von Insektiziden, die in der Geflügelindustrie zur Bekämpfung von Bettwanzenpopulationen eingesetzt werden. Pyrethroidresistenz ist in Bettwanzenpopulationen weltweit weit verbreitet [7], und die Zielortresistenz (Knockdown-Resistenz [kdr]-Mutationen) hat in Bettwanzenpopulationen im letzten Jahrzehnt dramatisch zugenommen [8]. Daher ist damit zu rechnen, dass hochresistente Bettwanzen in Geflügelfarmen eingeschleppt werden. Die begrenzte Verfügbarkeit von Insektiziden und die Resistenz gegen die am häufigsten verwendeten Insektizide scheinen die größten Hindernisse für die Bekämpfung von Bettwanzen in Geflügelfarmen zu sein. Einige Staubformulierungen anorganischer Insektizide sind ebenfalls erhältlich, ihre Wirksamkeit in der anspruchsvollen Geflügelumgebung war jedoch uneinheitlich [9].

Xenointoxikation, die systemische Behandlung von Wirten zur Abtötung von Parasiten, wird in der Human- [10, 11] und Veterinärmedizin häufig zur Bekämpfung von Endoparasiten (z. B. durch Mücken übertragene Krankheitserreger) und Ektoparasiten wie Mücken, Zecken, Milben und Flöhen [12] eingesetzt. Diese Strategie wurde allgemein für den Einsatz bei Haustieren und Haustieren akzeptiert. Studien, bei denen Blut mit Insektiziden in membranbasierten künstlichen Futtermitteln ergänzt wurde, haben eine erhebliche Sterblichkeit bei der Bettwanze gezeigt; Zu den wirksamen Wirkstoffen (AIs) gehören herkömmliche Insektizide wie Abamectin und Fipronil [13] sowie antiparasitäre Medikamente wie Ivermectin, Moxidectin [14] und Fluralaner [15]. Eine In-vivo-Xenointoxikation erwies sich auch bei Bettwanzen als wirksam, die an mit Ivermectin behandelte Mäuse [16] und Kaninchen [17] gefüttert wurden.

Ivermectin, erstmals 1981 als Antiparasitikum eingeführt [12, 18], gilt als sicher und wirksam und wird häufig beim Menschen eingesetzt, um durch Mücken übertragene parasitäre Infektionen (z. B. lymphatische Filariose) zu bekämpfen, die Übertragung von Malaria zu reduzieren und Krätze zu behandeln. Onchozerkose und Myasis [19]. Die vielfältigen Einsatzmöglichkeiten von Ivermectin und anderen Avermectinen umfassen Haustiere (Hunde und Katzen) und Nutztiere (Rinder, Pferde, Schafe und Schweine) zur Bekämpfung von Endoparasiten wie Herzwürmern und Spulwürmern sowie Ektoparasiten, zu denen Milben, Flöhe und Zecken gehören [19] . Derzeit sind verschreibungspflichtige Ivermectin-Formulierungen für die Anwendung bei Geflügel mit entsprechenden Wartezeiten nach der Behandlung erhältlich [20].

Fluralaner ist ein relativ neues Medikament. Es wurde 2014 als Flohmittel für Hunde und 2019 für Katzen eingeführt. Fluralaner gehört zur Insektizidklasse der Isoxazoline, die ausschließlich parasitizide Verbindungen umfasst. In mehreren Studien wurde die Wirksamkeit von Fluralaner untersucht, das Hühnern zur Bekämpfung der roten Geflügelmilbe Dermanyssus gallinae [21, 22] und der nördlichen Geflügelmilbe Ornithonyssus sylviarum [23] verabreicht wurde. In Europa ist Fluralaner für den Einsatz bei Hühnern zur Milbenbekämpfung zugelassen. Derzeit gibt es jedoch in den USA keine zugelassenen Fluralaner-Formulierungen für die Verwendung bei Geflügelarten.

Das Ziel dieses Projekts bestand darin, systemische Tierarzneimittel bei Hühnern als potenziell wirksame Möglichkeit zur Unterdrückung oder sogar Ausrottung von Bettwanzenbefall in Geflügelfarmen zu bewerten. Zu diesem Zweck führten wir Dosis-Wirkungs-Studien mit Ivermectin und Fluralaner durch, wobei wir ein Membranernährungssystem verwendeten, bei dem Blut mit präzisen Konzentrationen der AIs dosiert werden konnte. Anschließend wechselten wir zu Hühnerherden und testeten die Wirksamkeit dieser Medikamente gegen Bettwanzen, die sich von behandelten Hühnern ernährten.

Der Stamm Harold Harlan (Harlan) von C. lectularius wurde 1973 in Fort Dix, New Jersey (USA) gesammelt und bis 2008 auf einem menschlichen Wirt gehalten. Zwischen 2008 und 2021 wurde der Stamm Harlan in unserem Labor mit defibriniertem Kaninchenblut gehalten , und seit 2021 auf menschlichem Blut. Seit ihrer Sammlung wurde die Harlan-Population nicht mit Insektiziden belastet und wurde daher in dieser Studie als insektizidempfindlicher Referenzstamm verwendet. Fünf weitere kürzlich im Feld gesammelte Stämme wurden in den In-vitro-Dosis-Wirkungs-Fütterungsexperimenten untersucht. Bei allen Experimenten wurden gesunde junge erwachsene Männer verwendet. Die Gesundheit der Bettwanzen wurde anhand der Form der Fühler und Beine sowie der allgemeinen Koordination der Insekten beurteilt.

Bettwanzenkolonien wurden in 118-cm3-Plastikgefäßen mit Kartonpapiersubstrat für die Unterbringung aufgezogen und mit Planktonnetzen (BioQuip Products, Rancho Dominguez, CA, USA) verschlossen, um Belüftung und Fütterung zu ermöglichen. Bettwanzen wurden bei 25 °C, 50 ± 5 % relativer Luftfeuchtigkeit und einer Photoperiode von 12:12 (hell:dunkel) Stunden gehalten und wöchentlich mit menschlichem Blut gefüttert, das über ein künstliches Fütterungssystem zugeführt wurde. Heparinisiertes menschliches Blut wurde vom Amerikanischen Roten Kreuz bereitgestellt (IRB-Nr. 00000288 und Protokoll Nr. 2018-026). Das künstliche Fütterungssystem wurde modifiziert, nachdem Montes et al. [24] und Sierras und Schal [13]. Es befand sich in einer von der North Carolina State University (NCSU) zugelassenen BSL-2-Anlage (Biological Use Authorization #2020-09-836) und bestand aus speziell angefertigten Glaszuführungen mit Wassermantel (Abb. 1a), jeweils mit einem internen Blutkammer in einer zirkulierenden Wasserkammer, die mit einem zirkulierenden Wasserbad verbunden ist, das erhitzt wird, um das Blut nahe der menschlichen Hauttemperatur (ca. 32 °C) zu halten. Obwohl jede Blutkammer ein Fassungsvermögen von 4 ml hatte, verwendeten wir 2 ml, was ausreichte, um Luftblasen aus der Blutkammer zu entfernen. Pflanzenveredelungsband (AM Leonard Horticultural Tool and Supply Co., Piqua, OH, USA) wurde über den Boden des Futterspenders gespannt und diente dazu, das Blut in jedem Futterspender zu halten und als Membran zu fungieren, durch die Bettwanzen fressen konnten. Mehrere Futterspender wurden in Reihe an den Wasserzirkulator angeschlossen, sodass mehrere Kolonien gleichzeitig gefüttert werden konnten.

Ein künstliches Fütterungssystem, mit dem Bettwanzen mit menschlichem Blut, das mit Insektiziden angereichert ist, gefüttert werden. Das Blut wurde in die Innenkammer eines speziell angefertigten Glasbehälters gegeben, der mit einem zirkulierenden Wasserbad erhitzt und mit einem Pflanzentransplantationsband an Ort und Stelle gehalten wurde. Bettwanzen wurden in PET-Plastikfläschchen mit Pappe als Unterschlupf gegeben und mit einem Planktonsieb verschlossen, durch das Bettwanzen fressen konnten. b–c Es wurden nur vollständig vollgestopfte Individuen (b, visuell bestimmt) zurückbehalten, während teilweise gefütterte (c) und nicht gefütterte (d) erwachsene Männchen verworfen wurden

Deltamethrin (Reinheit 98,9 %; Chem Services, West Chester, PA, USA) wurde in einer Dosis-Wirkungs-Studie mit dem Harlan-Stamm verwendet, um die Dosis (Konzentration) abzuschätzen, die 99 % der Bevölkerung tötete (tödliche Dosis 99 % [LD99]). ), die wir dann als diagnostische Dosis für die vor Ort gesammelten Stämme verwendeten. Erwachsene männliche Bettwanzen wurden 4 Tage nach der Fütterung in Plastik-Petrischalen (Durchmesser: 60 mm; Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) gelegt, die mit Filterpapier (Whatman Nr. 1; Millipore-Sigma, Allentown, PA) ausgelegt waren , USA). Bettwanzen wurden kurzzeitig (< 10 s) mit CO2 anästhesiert, Deltamethrin (in Aceton) wurde topisch mit einem manuellen Mikroapplikator (Hamilton Co., Reno, NV, USA) aufgetragen, der mit einer 25-µl-Glasspritze (Hamilton Co.) ausgestattet war Geben Sie 0,5 µl Lösung an den ventralen Thorax jedes Insekts. Wir verwendeten acht Dosen zwischen 0 (Aceton-Kontrolle) und 10 ng und mindestens 25 erwachsene männliche Bettwanzen pro Dosis, also insgesamt etwa 240 Bettwanzen. Die Sterblichkeit wurde 48 Stunden lang alle 24 Stunden durch leichtes Berühren einzelner Bettwanzen mit einer federleichten entomologischen Pinzette ermittelt und als lebendig (koordinierte Vermeidungsbewegung) oder tot (keine Reaktion oder Unfähigkeit, sich nach der Berührung mit der Pinzette wieder aufzurichten) kategorisiert.

In dieser Studie wurde eine Herde von 30 Rhode Island Red-Hühnern (Gallus gallus Domesticus; Körpergewicht: 1,9–2,8 kg; Durchschnittsgewicht: 2,4 kg) im Alter von 2 bis 3 Jahren verwendet. Die Vögel wurden bei einer Photoperiode von 12:12 (Hell:Dunkel) Stunden gehalten und als Schwarm in einer klimatisierten Anlage (15,6 m2) auf einem Holzspänensubstrat gehalten. Die Hühner wurden von einem privaten Züchter bezogen und mit einem Legehennenfutter mit 18 % Protein und freiem Zugang zu Wasser gefüttert. Die Herde wurde von Tierärzten überwacht, um eine optimale Gesundheit zu gewährleisten, basierend auf seriellen körperlichen Untersuchungen, seriellen gepackten Zellvolumina mittels Mikrohämatokrit-Röhrchen und Zentrifugation, seriellen Gesamtfeststoffen mittels Refraktometer und seriellen biochemischen Panels (VetScan Avian/Reptile Profile Plus; Abaxis Inc., Union City, CA, USA). Alle Studienverfahren wurden vom NCSU Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC #21-152) genehmigt.

Um jeden AI im Blut abzugeben, wurden Fluralaner technischer Qualität (≥ 98 %; Cayman Chemical, Ann Arbor, MI, USA) und Ivermectin (≥ 98 %; Millipore-Sigma) in Dimethylsulfoxid (DMSO) gelöst, um Stammlösungen von 10 herzustellen mg AI/ml DMSO, aus dem wir Reihenverdünnungen in DMSO machten, um die gewünschten Konzentrationen zu erreichen. Ein 2-µl-Aliquot jedes AI in DMSO-Lösung wurde dann unmittelbar vor Beginn des Tests zu 1,998 ml Blut (0,1 % DMSO-Endkonzentration im Blut) gegeben.

Gesunde erwachsene männliche Bettwanzen wurden wöchentlich aus der Kolonie gesammelt und 5–7 Tage nach der Fütterung mit menschlichem Blut verwendet (Abb. 1d). Obwohl das Alter der in diesen Tests verwendeten Bettwanzen unbekannt war, traten sie im Allgemeinen innerhalb von zwei Wochen nach dem Schlüpfen auf. Für jede Wiederholung wurden 10 Männchen in durchsichtige 20-ml-PET-Kunststoffbehälter mit Pappeinsätzen für die Unterbringung gegeben und mit Planktonnetzen verschlossen, um die Nahrungsaufnahme zu ermöglichen. Jeder Wiederholung von 10 Männchen wurde 15 Minuten Zeit gegeben, um sich von menschlichem Blut zu ernähren, und nur vollständig vollgestopfte Individuen wurden für weitere Untersuchungen zurückbehalten (Abb. 1b). Vollständige Bettwanzen wurden in einzelne Vertiefungen von Zellkulturplatten mit 24 Vertiefungen (Corning Inc., Corning, NY, USA) überführt, die am Boden jeder Vertiefung einen eng anliegenden Filterpapierkreis enthielten. Die Mortalität wurde bis zu 7 Tage nach der Fütterung alle 24 Stunden bestimmt. Wir führten drei Replikate (insgesamt n = 30 Bettwanzen) für jede Insektizidkonzentration sowie zwei Kontrollgruppen durch, die jeweils aus menschlichem Blut allein und menschlichem Blut plus 0,1 % DMSO bestanden. Es wurden erwachsene männliche Bettwanzen aus sechs einzigartigen, im Feld gesammelten Stämmen verwendet.

Erwachsene männliche Bettwanzen des Harlan-Stammes (15 Insekten pro Replikat; Abb. 1d) wurden 5–7 Tage nach der Fütterung mit menschlichem Blut in durchsichtige 20-ml-PET-Kunststoffbehälter gegeben. Jedes Huhn wurde zurückgehalten, indem man es vorsichtig auf den Schoß eines der Forscher legte und es dann nach Bedarf in ein Handtuch wickelte. Das Planktonnetz des Bettwanzenbehälters (Abb. 2b) wurde vorsichtig auf den seitlichen Leistenbereich des Huhns gelegt und die Bettwanzen konnten 10 Minuten lang fressen (Abb. 2a). Wie bei den In-vitro-Tests wurden vollgestopfte Bettwanzen einzeln in jede Vertiefung von Zellkulturplatten mit 24 Vertiefungen überführt und in einem Inkubator unter Aufzuchtbedingungen gehalten. Jedes Huhn wurde einer einzelnen Bettwanzenreplikation (maximal 15 Bettwanzen) pro Tag ausgesetzt, und bei den nachfolgenden Fütterungen wurden abwechselnde Seiten des Vogels verwendet, um unnötige Irritationen zu vermeiden.

Bettwanzen an Hühner verfüttern. a Vögel wurden auf dem Schoß eines Forschers gehalten. b Ein Plastikfläschchen mit einer Pappschachtel und bis zu 15 erwachsenen männlichen Bettwanzen. Der Karton diente auch als Rampe, die den Zugang zu einer Planktonschutzkappe ermöglichte, durch die sich Bettwanzen von der seitlichen Leistengegend des Vogels ernähren konnten. Jeder Bettwanzengruppe wurde 10 Minuten Zeit gegeben, sich zu ernähren

Zwölf Hühner aus der Herde von 30 Vögeln wurden zufällig ausgewählt und in Kontrollgruppen (n = 4) bzw. Behandlungsgruppen (n = 8) aufgeteilt. Ivermectin (Ivermax 1 % sterile Lösung; Aspen Veterinary Resources, Liberty, MO, USA) wurde zwei Vögeln durch subkutane Injektion verabreicht, und die Dosis wurde an das Gewicht jedes Vogels angepasst (0,2 mg/kg Körpermasse). Die gleiche Dosis Ivermectin (0,2 mg/kg) wurde sechs Vögeln über eine orale Sonde mit einer nadellosen Spritze verabreicht. Die Dosis von 0,2 mg/kg basierte auf Cirak et al. [25]. Die restlichen vier Hühner wurden einer Kontrollgruppe zugeordnet, die eine Wassersonde erhielt. Jedes Huhn wurde viermal vor und nach der Behandlung wie folgt beurteilt: (i) vor der Behandlungskontrolle (Pre-T1); (ii) 30 Minuten nach der Ivermectin-Behandlung (0,5 Stunden nach T1); (iii) 2 Tage nach der Behandlung (2 Tage nach T1); und (iv) 7 Tage nach der Behandlung (7 Tage nach T1). Die Sterblichkeit von Bettwanzen in jedem Replikat wurde alle 24 Stunden bis zu 7 Tage (168 Stunden) nach der Behandlung beurteilt.

Einundzwanzig Vögel aus der Herde von 30 Vögeln wurden nach dem Zufallsprinzip den Kontroll- und Behandlungsgruppen zugeordnet. Einige Vögel, die in den Ivermectin-Experimenten verwendet wurden, wurden in dieses Experiment einbezogen; Diese Vögel wurden mindestens einen Monat nach Abschluss des Ivermectin-Experiments verwendet. Da in den USA keine Fluralaner-haltigen Produkte für die Verwendung bei Geflügel gekennzeichnet sind, haben wir eine orale Fluralaner-Formulierung verwendet, die für die Verwendung bei Haushunden zugelassen ist (Bravecto®; Merck Animal Health, Rahway, NJ, USA). Bravecto® wurde topisch in einer Dosis von 2,5 mg/kg auf die unbefiederte Seite des Halses jedes Huhns verabreicht. Wir verwendeten zwei Dosen für die orale Verabreichung von Bravecto®: (i) in Experiment 1 wurden 2,5 mg/kg Körpermasse einmal verabreicht, was der Hochdosisbehandlung entspricht; (ii) und in Experiment 2 wurden 0,5 mg/kg zu Beginn (Tag 0; Behandlung 1 [T1]) und erneut 7 Tage später (Tag 7; Behandlung 2 [T2]) verabreicht, was der Behandlung mit niedrigerer Dosis entspricht. Die hohe Dosis basierte auf Prohaczik et al. [26], wohingegen die niedrigere Dosis ein von den Aufsichtsbehörden in Australien und der Europäischen Union genehmigtes Protokoll für die Verwendung eines Fluralaner-haltigen Produkts bei Hühnern (Exzolt®; MSD Animal Health, München, Deutschland) darstellte [27]. Die Zieldosen von Fluralaner wurden durch Abwiegen der Portionen der Bravecto®-Tabletten ermittelt, die für jeden gewogenen Vogel angemessen waren. Hühner, die die hohe Dosis (2,5 mg/kg, Experiment 1) erhielten, wurden siebenmal wie folgt beurteilt: (i) vor der Behandlungskontrolle (Pre-T1); (ii) 30 Minuten nach der Verabreichung von Fluralaner (0,5 Stunden nach T1); (iii) 2 Tage (2 Tage nach T1); (iv) 7 Tage (7 Tage nach T1); (v) 14 Tage (14 Tage nach T1); (vi) 21 Tage (21 Tage nach T1); und (vii) 28 Tage nach der Erstbehandlung (28 Tage nach T1). Vögel, die die niedrigere Dosis Fluralaner (0,5 mg/kg, Experiment 2) erhielten, wurden noch zweimal (insgesamt neun Mal) untersucht, darunter 30 Minuten nach der Verabreichung der zweiten Dosis am Tag 7 (7 Tage nach T1 =). 0,5 Stunden nach T2) und 2 Tage später (9 Tage nach T1 = 2 Tage nach T2). Die Sterblichkeit von Bettwanzen in jeder Gruppe wurde 7 Tage lang alle 24 Stunden nach der Blutfütterung beurteilt.

Die Fluralaner LC50, LC90 und LC99 (tödliche Dosen 50 %, 90 % bzw. 99 %) für jede Bettwanzenpopulation wurden mithilfe einer Log-Dosis-Probit-Mortalitätsanalyse auf der Grundlage einer Tabellenkalkulationsvorlage bestimmt [28]. Die Werte stimmten mit den Ergebnissen der Analyse in PoloPlus (LeOra Software, Petaluma, CA, USA) überein. Bei Bedarf wurde die Abbott-Korrektur [29] zur Korrektur der Kontrollmortalität verwendet. Die Fluralaner-Dosis-Wirkungs-Kurve jeder Bettwanzenpopulation wurde mit der der insektizidempfindlichen Harlan-Bettwanzenpopulation verglichen. Ebenso wurde eine Log-Dosis-Probit-Mortalitätsanalyse von Bettwanzen des Harlan-Stamms verwendet, um eine Schätzung des LD99-Werts für Deltamethrin zu erhalten. Diese Dosis wurde als diagnostische Dosis für die fünf vor Ort gesammelten Stämme verwendet. Die In-vitro-Toxizität von Fluralaner für jede Population wurde mit der der insektizidempfindlichen Harlan-Population unter Verwendung eines Resistenzverhältnisses (RR) verglichen, das wie folgt berechnet wurde: (LC50 der im Feld gesammelten Population)/(LC50 der Harlan-Population). Wir verwendeten den Signifikanztest für das Verhältnis der tödlichen Dosis: Die 95 %-Konfidenzgrenzen der RR wurden berechnet, und wenn dieses Konfidenzintervall (KI) nicht den Wert 1,0 enthielt, wurde die RR bei LC50 als signifikant angesehen [30]. . Die Auswirkungen von Ivermectin- und Fluralaner-Behandlungen auf Harlan-Bettwanzen, die sich von den behandelten Vögeln ernährten, wurden im Laufe der Zeit mithilfe eines linearen gemischten Modells mit wiederholten Messungen (basierend auf eingeschränkter maximaler Wahrscheinlichkeit [REML]) und des ehrlich signifikanten Differenztests (HSD) von Tukey bestimmt [31]. . Mittelwerte werden mit Standardfehler des Mittelwerts dargestellt. Unterschiede zwischen den beiden Dosisbehandlungen von Fluralaner in vivo zu jedem Zeitpunkt nach der Behandlung wurden mithilfe des Student-t-Tests festgestellt [31].

Deltamethrin wurde topisch auf Bettwanzen des Harlan-Stamms angewendet und eine Probit-Analyse ihrer logarithmischen Dosis-Reaktion durchgeführt. Die LD50- und LD90-Werte betrugen 1,4 bzw. 4,0 ng/männlich (Tabelle 1). Die geschätzte LD99 betrug 11,8 ng Deltamethrin, und diese Dosis wurde als diagnostische Dosis verwendet, die topisch auf männliche Bettwanzen aus den fünf im Feld gesammelten Populationen angewendet wurde. Wir fanden bei allen vor Ort gesammelten Bettwanzenstämmen, einschließlich des 2008 von uns gesammelten Stammes WS (Tabelle 2), eine niedrige Mortalität, was auf eine hohe Resistenz gegen Deltamethrin hinweist.

Eine vergleichende Dosis-Wirkungs-Analyse mit technischem Fluralaner und Ivermectin, jeweils gelöst in DMSO und Zugabe zu menschlichem Blut, wurde unter Verwendung eines künstlichen Ernährungssystems durchgeführt. In dieser Zeitverlaufsstudie haben wir die tägliche Sterblichkeit der insektizidempfindlichen Bettwanzen (Referenz) untersucht, denen verschiedene Konzentrationen von Fluralaner und Ivermectin verabreicht wurden. Die Beziehung zwischen der kumulativen Mortalität, der Konzentration von Fluralaner im Blut und der Zeit seit der Fütterung der Bettwanzen (Bereich: 0–7 Tage) ist in Abb. 3a dargestellt. Basierend auf den Ergebnissen dieser Analyse entschieden wir uns, die Sterblichkeit sieben Tage nach der Fütterung der Bettwanzen mit medizinischem menschlichem Blut zu bewerten. Die Ergebnisse der In-vitro-Fütterungsversuche sind in Tabelle 2 und Abb. 3b dargestellt. Der LC50-Wert von Fluralaner, der an erwachsenen Männchen von insektizidempfindlichen Harlan-Bettwanzen getestet wurde, betrug 15,3 ng/ml Blut (95 %-KI: 11,7, 19,8 ng), und der geschätzte LC90-Wert betrug 38,6 ng/ml Blut. Wir führten eine ähnliche Dosis-Wirkungs-Studie mit technischem Ivermectin und erwachsenen männlichen Bettwanzen des Harlan-Stammes durch. Der LC50-Wert betrug 61,0 ng/ml (95 %-KI: 52,7, 69,9 ng) und der geschätzte LC90-Wert betrug 114,9 ng/ml Blut (Tabelle 2; Abb. 3b).

In-vitro-Dosis-Wirkungs-Kurven für Bettwanzen. a Dreidimensionale Dosis-Wirkungs- und Zeitverlaufsdarstellung der Mortalität der insektizidempfindlichen HA-ausgewachsenen männlichen Bettwanzen, denen mit Fluralaner angereichertes menschliches Blut verabreicht wurde. Vollständig gefütterte Bettwanzen wurden 7 Tage lang überwacht. b In-vitro-Fluralaner- und Ivermectin-Log-Dosis-Wirkungs-Kurven für erwachsene männliche HA-Bettwanzen. Fluralaner und Ivermectin wurden getrennt in DMSO gelöst und mit menschlichem Blut gemischt, um verschiedene Konzentrationen an Insektiziden in 0,1 % DMSO im Blut zu erhalten. Blut und Blut + DMSO stellen die Kontrollbehandlungen dar: Bei den Kontrollbettwanzen kam es zu keiner Sterblichkeit. Es wird über eine Mortalität von Bettwanzen 7 Tage nach der Aufnahme von Hühnerblut berichtet. Pro Konzentration wurden mindestens drei Replikate von 10 erwachsenen männlichen Bettwanzen pro Replikat durchgeführt. Die LC50-Schätzungen basierten auf Probit-Analysen. DMSO, Dimethylsulfoxid; HA, Bettwanzen vom Harlan-Stamm; LD50, tödliche Dosis, die 50 % der Bettwanzen tötete

Die Fluralaner-LC50-Werte der fünf vor Ort gesammelten Bettwanzenstämme lagen zwischen 18,0 und 23,2 ng/ml Blut (Tabelle 2; Abb. 4); Diese Werte unterschieden sich nicht signifikant von denen der Bettwanzen des Harlan-Stamms, basierend auf der Überlappung ihrer jeweiligen 95 %-KIs. Obwohl beim Vergleich der Bettwanzen Fuller Mill, Winston Salem und Shanda mit denen der insektizidempfindlichen Population von Harlan eine gewisse Insektizidresistenz festgestellt wurde, deuten die niedrigen Resistenzverhältnisse (basierend auf LD50-Werten) von 1,2–1,5 auf eine minimale oder keine Resistenz gegen hin Fluralaner. Darüber hinaus deuten die relativ steilen Steigungen aller Dosis-Wirkungs-Kurven bei allen Bettwanzenstämmen auf homogene Populationen in ihren Reaktionen auf die Einnahme von Fluralaner hin. Es wurden keine Hinweise auf eine Korrelation zwischen der durch Deltamethrin verursachten Mortalität und der Fluralaner-RR zwischen den fünf Stämmen gefunden (Rangkorrelationskoeffizient nach Spearman [rs] = 0,2294, P = 0,7105; n = 5). Wir haben die Wirkung von Ivermectin auf die im Feld gesammelten Stämme nicht bewertet, da die Verabreichung von Ivermectin an Hühner bei der Abtötung von Bettwanzen unwirksam war (siehe folgenden Abschnitt).

In-vitro-Fluralaner-Log-Dosis-Wirkungs-Kurven für männliche Bettwanzen aus sechs Populationen, darunter fünf vor Ort gesammelte Stämme und der insektizidempfindliche Referenzstamm (HA). Fluralaner wurde in DMSO gelöst. In Tabelle 2 finden Sie Abkürzungen für Bettwanzenstämme

Bei der den Hühnern verabreichten Ivermectin-Dosis (0,2 mg/kg) führten Behandlungen per Injektion zu keiner Sterblichkeit bei Bettwanzen, die sich von den behandelten Hühnern ernährten. Wenn jedoch die gleiche Ivermectin-Dosis über eine orale Sonde verabreicht wurde, fraßen 5 ± 2,4 % (Bereich: 0–14 %; n = 6 Hühner) der Bettwanzen, die sich vollständig ernährten (5–11 von 15 Bettwanzen pro Replikat), weiter Hühnerblut starb 2 Tage nach der Behandlung der Hühner. Obwohl diese niedrige Sterblichkeit signifikant höher war (P < 0,05) als die zu Studienbeginn (Tag 0, bevor Ivermectin den Hühnern verabreicht wurde), da keine der Bettwanzen, die sich 7 Tage nach der Behandlung von mit Ivermectin behandelten Hühnern ernährten, starb, wurden weitere Studien durchgeführt Ivermectin wurde abgesetzt.

Es wurden zwei Experimente durchgeführt, um die Wirksamkeit von Fluralaner bei Hühnern gegen Bettwanzen zu bewerten (Abb. 5). Für jedes Experiment entwickelten wir einen Zeitverlauf der Sterblichkeit (Tage 0 bis 28) und überwachten die Bettwanzen sieben Tage lang täglich, nachdem sie sich vollständig von Hühnerblut ernährt hatten (Abb. 6). Die quantitative Analyse basierte auf der kumulativen prozentualen Sterblichkeit am 7. Tag. Zu diesem Zeitpunkt zeigten beide behandelten Bettwanzengruppen eine hohe Sterblichkeit und Kontrollbettwanzen, die sich vollständig von unbehandelten Hühnern ernährt hatten, zeigten insgesamt eine niedrige Sterblichkeit (< 1,3 %) (Abb. 6a, B).

In-vivo-Tests mit Hühnern, die mittels oraler Sondenernährung mit Fluralaner behandelt wurden. a Experiment 1: Hühner wurden am Tag 0 mit 2,5 mg/kg Körpermasse behandelt. b Experiment 2: Hühner wurden am Tag 0 und erneut am Tag 7 mit 0,5 mg/kg Körpermasse behandelt. Jedes Experiment bestand aus 6 Vögeln. Jeder Vogel wurde zu jedem Zeitpunkt mit maximal 15 Bettwanzen gefüttert, sodass jeder Zeitpunkt durch 78–87 Bettwanzen (von maximal 90 Bettwanzen) repräsentiert wurde, die bis zur Sättigung fraßen. In jedem Experiment wurde ein lineares gemischtes Modell (basierend auf einer eingeschränkten maximalen Wahrscheinlichkeit) durchgeführt, gefolgt von Tukeys ehrlich signifikantem Differenztest, um Mittelwerte zu trennen (dargestellt in Boxplots durch X). Mittelwerte mit unterschiedlichen Kleinbuchstaben (oberhalb der Boxplots) unterscheiden sich bei P < 0,05 signifikant. T1, Behandlung 1

Dreidimensionale Darstellung der In-vivo-Tests in Abb. 5. Zusätzlich zur kumulativen Mortalität am Tag 7 nach der Erstbehandlung (dargestellt in Abb. 5) wird der zeitliche Verlauf der Mortalität von Bettwanzen des Stammes HA in Tagen dargestellt 1–7, nachdem sie behandelte Vögel gefüttert hatten. a Experiment 1: Hühner wurden am Tag 0 mit 2,5 mg/kg Körpermasse behandelt. b Experiment 2: Hühner wurden am Tag 0 und erneut am Tag 7 mit 0,5 mg/kg Körpermasse behandelt. An jedem Experiment nahmen 6 Vögel teil. Zu jedem Zeitpunkt wurden maximal 15 Bettwanzen von jedem Vogel gefüttert, sodass zu jedem Zeitpunkt 78–87 Bettwanzen (von maximal 90 Bettwanzen) bis zur Sättigung gefüttert wurden

In Experiment 1 (2,5 mg Fluralaner/kg) ernährten sich 96,3 ± 2,6 % (Bereich: 84,6–100 %; n = 6 Hühner) der Bettwanzen vollständig (5–11 von 15 Bettwanzen pro Replikat) mit Hühnerblut 0,5 h nach der Sondenbehandlung starben (Abb. 5a). Die Mortalität war zu allen Zeitpunkten nach der Fluralaner-Behandlung (0,5 Stunden bis 28 Tage) signifikant höher als vor der Behandlung am Tag 0 (1,3 ± 1,3 %) (lineares gemischtes Modell, F = 14,2281, df = 8, P < 0,0001; Tukey-HSD). . Die mittlere Sterblichkeit erreichte ihren Höhepunkt am 7. Tag (100 %) und blieb bis zum 14. Tag bei > 97 %. Es gab eine größere Variation und einen allgemeinen Rückgang der Bettwanzensterblichkeit am 21. Tag (66,8 ± 22,9 %, Bereich: 0–100 %) und am 28. Tag (60,5 ± 19,6 %, Bereich: 0–100 %) nach Fluralaner-Behandlung. Es ist zu beachten, dass wir am 21. Tag aus technischen Gründen nur vier der sechs Hühner untersuchten. Dennoch gab es zu allen Zeitpunkten nach der Fluralaner-Sondenbehandlung keine signifikanten Unterschiede in der Bettwanzensterblichkeit (P > 0,05) (Abb. 5a). Eine grafische Darstellung des Zeitverlaufs der Bettwanzensterblichkeit vor und nach der Fütterung der Hühner mit Fluralaner (Tage 0–28) und vor und nach der vollständigen Fütterung der Bettwanzen mit Hühnerblut (Tage 0–7) ist in Abb. 6a dargestellt.

In Experiment 2 wurden sechs Hühner derselben Herde wie in Experiment 1 am Tag 0 und erneut am Tag 7 per Magensonde mit 0,5 mg Fluralaner/kg behandelt. Das Gesamtmuster der Bettwanzensterblichkeit war ähnlich dem in Experiment 1 (Abb. 5b). Die Mortalität war zu allen Zeitpunkten nach der Sondenernährung signifikant höher als am Tag 0 (0 % Mortalität vor der Sondenverabreichung) (lineares gemischtes Modell, F = 38,8355, df = 8, P < 0,0001; Tukey-HSD). Bettwanzen, die 0,5 Stunden nach der ersten Behandlung von Hühnern gefüttert wurden, hatten jedoch eine geringere Sterblichkeit (72,5 ± 13,7 %, P = 0,0296; n = 6 Hühner; Tukey-HSD) als die mittlere Sterblichkeit von Bettwanzen 2 Tage nach der Behandlung (100 %). 0,5 Stunden nach der ersten Behandlung gab es auch eine größere Variation zwischen den sechs Wiederholungen (Bereich: 7,7–100 %). Die Sterblichkeit durch Bettwanzen blieb bis zu 21 Tage nach der Behandlung bei > 95 % und es gab keine signifikanten Unterschiede in der Sterblichkeit zwischen den Tagen 2 und 21 (Tukey-HSD, P > 0,05). Am 28. Tag sank die mittlere Mortalität jedoch deutlich auf 69,5 ± 8,1 % (P < 0,05) und wir beobachteten eine höhere Variation zwischen den Replikaten (Bereich: 38,5–92,9 %) (Abb. 5b, 6b). Es sollte erneut darauf hingewiesen werden, dass in diesem Experiment eine zweite Magensondenbehandlung mit 0,5 mg Fluralaner/kg am Tag 7 verabreicht wurde; Eine grafische Darstellung des Zeitverlaufs der Bettwanzensterblichkeit vor und nach der Fütterung der Hühner mit Fluralaner (Tage 0–28) und vor und nach der vollständigen Fütterung der Bettwanzen mit Hühnerblut (Tage 0–7) ist in Abb. 6b dargestellt.

Die Ergebnisse der Experimente 1 und 2 wurden am Tag nach der ersten Sondenbehandlung verglichen. Zu keinem Zeitpunkt nach der ersten Behandlung gab es signifikante Unterschiede zwischen den Ergebnissen in Experiment 1 und denen in Experiment 2 (t-Tests, P-Wert-Bereich: von 0,1199 am Tag 2 bis 0,6792 am Tag 28). Es ist jedoch wichtig zu beachten, dass am Ende beider Experimente am 28. Tag die Variation der Bettwanzensterblichkeit über die Replikate hinweg in Experiment 1 (hohe Dosis einmalig verabreicht; Bereich: 0–100 %) höher war als in Experiment 2 (Bereich). : 38,5–92,9 %).

Dies ist die erste Studie, die den systemischen Einsatz von Tierarzneimitteln (Xenointoxikation) zur Bekämpfung von Bettwanzen als Ektoparasiten bei Hühnern untersucht. Im Gegensatz zu holometabolischen Blutfressern (z. B. Mücken) müssen Bettwanzen in allen Entwicklungsstadien eine Blutmahlzeit von einem Wirt erhalten, um sich zu entwickeln und zu vermehren. Darüber hinaus sind sowohl männliche als auch weibliche Bettwanzen zwingend auf Blutmahlzeiten angewiesen, im Gegensatz zu männlichen Mücken, die sich von Nektar und nicht von Blut ernähren. Aufgrund der Hämatophagie in allen mobilen Stadien von Bettwanzen sind systemische Antiparasitika besonders für die Behandlung von Bettwanzen geeignet.

In der vorliegenden Studie betrug der LC50-Wert für Bettwanzen 61,0 ng/ml, ähnlich dem Wert, der für mit Ivermectin ergänztes heparinisiertes Mäuseblut berichtet wurde [32]. Daher wäre eine Blutkonzentration > 61,0 ng/ml, die über mehrere Tage aufrechterhalten wird, für die wirksame Unterdrückung und letztendliche Eliminierung von Bettwanzen in Hühnerställen wünschenswert. Mehrere Biotests mit Bettwanzen und pharmakokinetische Studien an Hühnern legen jedoch nahe, dass Ivermectin diese Zielkonzentration im Blut nicht erreicht. Beispielsweise führte die orale Verabreichung von Ivermectin an Legehennen in einer Menge von 0,2 mg/kg dazu, dass Ivermectin 3,4 Stunden nach der Behandlung schnell eine maximale Konzentration (Cmax) von nur 10,2 ng/ml erreichte, gefolgt von einem raschen Rückgang eine Eliminationshalbwertszeit von nur 0,23 Tagen [25]. Ähnliche Ergebnisse wurden nach der Verabreichung von Ivermectin an Masthühner in einer Menge von 0,4 mg/kg im Trinkwasser an zwei aufeinanderfolgenden Tagen und erneut 14 Tage später berichtet; Obwohl Ivermectin innerhalb von 30–60 Minuten nach der Behandlung maximale Plasmakonzentrationen von 145,5–182,7 ng/ml erreichte, sank dieser 12–24 Stunden nach der Behandlung rasch auf nicht mehr nachweisbare Werte ab [33]. Bei intravenöser Injektion von 0,2 mg/kg Körpermasse Ivermectin erreichte Cmax 6 Stunden später 316,0 ng/ml, fiel jedoch nach < 1 Tag unter die Zielkonzentration für Bettwanzen [25]. Schließlich wurde in einer kürzlich durchgeführten Bewertung der Auswirkungen von mit Ivermectin behandelten Hinterhofhühnern auf Culex-Mücken Hühnern an 72 aufeinanderfolgenden Tagen mit Ivermectin-ergänztem Futter gefüttert (200 mg Ivermectin/kg Futter und 0,151 kg Futter/Huhn täglich) [34]. eine sehr hohe Dosis von 30,2 mg Ivermectin pro Huhn und Tag. Allerdings betrugen die Plasmakonzentrationen bei den behandelten Hühnern im Durchschnitt nur 33,1 (Bereich: < 5–155,2) ng/ml, und sie erreichten zu Beginn der Studie ihren Höhepunkt (54,9 ng/ml am 11. Tag) und sanken im Laufe der 72 Tage auf viel niedrigere Konzentrationen -Langzeitstudie (20,6 ng/ml am Tag 70) [34]. Insgesamt zeigen diese Studien durchweg eine niedrige Bioverfügbarkeit von Ivermectin im Hühnerblut, was wahrscheinlich auf die schnelle Entgiftung und Entfernung aus dem Blut und möglicherweise auf andere Merkmale wie eine hohe Stoffwechselrate zurückzuführen ist [25]. Daher kommen wir trotz der subletalen Wirkung von Ivermectin auf Bettwanzen (Morbidität, einschließlich geringerer Fruchtbarkeit, Schwierigkeiten bei der Nahrungsaufnahme und unvollständiger Häutung) [35] vorläufig zu dem Schluss, dass Behandlungen mit Ivermectin möglicherweise nicht wirksam für die Beseitigung von Bettwanzen aus befallenen Geflügelfarmen sind.

Fluralaner ist ein Isoxazolin (IRAC-Gruppe 30), das umfassend als systemisches Insektizid gegen ektoparasitäre Insekten, Zecken und Milben getestet wurde, hauptsächlich an Hunden und Katzen, aber auch an Nutztieren sowie Zoo- und Wildtieren. Bravecto® (enthält razemisches Fluralaner) ist für Hunde und Katzen zugelassen und wird aufgrund seiner langen Eliminationshalbwertszeit alle 3 Monate verabreicht [36]. Diese einzigartige Eigenschaft von Fluralaner steht im Gegensatz zu Ivermectin und veranlasste uns, seine Auswirkungen auf Bettwanzen zu untersuchen. Da in den USA jedoch keine Fluralaner enthaltenden Produkte für die Verwendung bei Hühnern gekennzeichnet sind, haben wir Bravecto® verwendet, uns aber experimentell an die Dosierungsanweisungen für Exzolt® gehalten, ein razemisches Fluralaner enthaltendes Produkt, das in Australien und der Europäischen Union zur Bekämpfung von Geflügel-Ektoparasiten zugelassen ist , wie die Geflügelmilbe und die Nördliche Geflügelmilbe [27]. Die 1 %ige wässrige Formulierung dieses Produkts ist als Trinkwasserbehandlung konzipiert, die zweimal in einer Dosis von 0,5 mg/kg im Abstand von 7 Tagen verabreicht wird und bis zu 3 Monate lang eine wirksame Milbenbekämpfung bietet [27, 37]. Die hohe Wirksamkeit dieses Ansatzes bei der Bekämpfung von Milben bei Geflügel [22] und seine vernachlässigbaren gesundheitlichen Auswirkungen sowie die hohe Sicherheit für Vögel [26] machen Fluralaner für Tests mit Bettwanzen besonders attraktiv.

Wir führten zunächst eine Dosis-Wirkungs-Studie mit insektizidempfindlichen Bettwanzen durch, die sich mithilfe eines künstlichen, membranbasierten Fütterungssystems von mit Fluralaner ergänztem menschlichem Blut ernährten. Unsere Ergebnisse zeigten LC50- und LC90-Werte von 15,3 bzw. 38,6 ng Fluralaner/ml Blut. In einer früheren Studie mit Bettwanzen, denen mit Fluralaner angereichertes Schafsblut gefüttert wurde, wurde in verschiedenen Lebensstadien bei ≥ 100 ng Fluralaner/ml Blut ein hohes Maß an Bettwanzenunfähigkeit, definiert als Tod oder Immobilität, beobachtet [15].

Als nächstes führten wir ein Proof-of-Principle-Experiment mit einer einzelnen hohen Dosis Bravecto® (2,5 mg/kg) durch und anschließend ein zweites Experiment, bei dem wir die Bravecto®-Dosis an die auf dem Etikett angegebene Dosis von Exzolt® anpassten (0,5 mg/kg). zweimal im Abstand von 7 Tagen verabreicht). Es ist jedoch wichtig zu beachten, dass Fluralaner in all diesen Experimenten oral (per Magensonde) in Tablettenform unter Verwendung abgewogener Portionen von Bravecto®-Tabletten verabreicht wurde, während Exzolt® in Trinkwasser verabreicht wird. In beiden Experimenten führte eine einzige Blutmahlzeit bei mit Medikamenten behandelten Hühnern zu einer hohen Bettwanzensterblichkeit, selbst 28 Tage nach der Behandlung der Hühner mit Fluralaner.

Unsere Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Bravecto®-Behandlungen möglicherweise wesentlich weniger wirksam sind als die von den Exzolt®-Behandlungen erwarteten. In einer pharmakokinetischen Studie mit der oralen Verabreichung von Exzolt® an Legehennen (0,5 mg/kg, zweimal verabreicht im Abstand von 7 Tagen) wurden hohe Plasmakonzentrationen erreicht, mit einem Cmax von 323,7 ng/ml 36 Stunden nach der ersten Behandlung 355,1 ng/ml 12 Stunden nach der zweiten Behandlung am Tag 7 [27]. Angesichts einer Eliminationshalbwertszeit von Fluralaner im Hühnerplasma von etwa 5 Tagen [27] wird erwartet, dass die Konzentration dieses Arzneimittels im Blut 22 Tage nach der ersten Gabe von Fluralaner auf etwa 44 ng/ml sinkt, was immer noch über dem liegt Konzentration erforderlich, um 90 % der Bettwanzen abzutöten. Daher ist zu erwarten, dass die hohen Plasmakonzentrationen von Fluralaner, die in früheren Studien mit Exzolt® erzielt wurden, mindestens in den ersten 14 Tagen nach der Erstbehandlung 100 % der Bettwanzen abtöten. Ebenso töteten in einer früheren Studie Behandlungen von Hühnern mit einer flüssigen Fluralaner-Formulierung bis zu 100 % der Geflügelmilben bis zu den ersten 15 Tagen nach der Behandlung ab [21] und führten sogar zu einer Reduzierung der Milbenpopulation um bis zu 93 % 70 Tage nach der Behandlung [38]. Diese hohe Sterblichkeit und hohe Kontrollraten, gepaart mit der LC50 der Milben von etwa 125 ng/ml Blut [37, 39], legen erneut nahe, dass Exzolt® hohe Plasmakonzentrationen von Fluralaner liefert. Der viel niedrigere LC50-Wert von Bettwanzen im Vergleich zu Geflügelmilben würde eine viel bessere Wirksamkeit von Fluralaner bei Bettwanzen als bei Milben vorhersagen. Diese Annahmen müssen empirisch anhand von In-vivo-Behandlungen mit Exzolt® und pharmakokinetischen Studien überprüft werden.

Alle von uns getesteten vor Ort gesammelten Bettwanzenstämme zeigten eine hohe Resistenz gegen Deltamethrin, ein Pyrethroid, das häufig zur Bekämpfung von Bettwanzenbefall eingesetzt wird. Allerdings waren Bettwanzen dieser Stämme sehr anfällig für Fluralaner. Die hohe Wirksamkeit von Fluralaner bei pyrethroidresistenten Bettwanzen ist in der Geflügelindustrie besonders wichtig, da die meisten Produkte, die zur Bekämpfung von Bettwanzenpopulationen in landwirtschaftlichen Betrieben bestimmt sind, Pyrethroid-Insektizide enthalten. Unsere Ergebnisse stimmen mit den Ergebnissen überein, die eine höhere Wirkung von Fluralaner als Deltamethrin gegen eine Vielzahl von Arthropodenschädlingen zeigen, darunter Stomoxys calcitrans (Stallfliege), Rhipicephalus sanguineus (braune Hundezecke), Aedes aegypti-Larven (Gelbfiebermücke) und Lucilia cuprina ( Australische Schaf-Schmeißfliege) [40].

Fluralaner, ein Isoxazolin (IRAC-Klasse 30), hat insektizide und akarizide Wirkung und eine doppelte Wirkungsweise als Inhibitor der Gamma-Aminobuttersäure-gesteuerten Chloridkanäle (GABACl) und L-Glutamat-gesteuerten Chloridkanäle (GluCls) [40] . Fipronil, ein Phenylpyrazol (IRAC-Klasse 2B), zielt ebenfalls auf diese Kanäle ab und wird häufig zur Bekämpfung von Insektenschädlingen im Haushalt eingesetzt. Bei der Insektizidresistenz gegen Fipronil kommt es zu einer metabolischen Entgiftung und Unempfindlichkeit gegenüber der Zielstelle, die mit einer spezifischen Mutation im Rdl-Gen verbunden ist, die zu einer A302S-Aminosäuresubstitution führt. Diese Substitution verleiht auch eine hohe Resistenz gegen Dieldrin, ein Cyclodien (IRAC-Klasse 2A) [40]. In einer früheren Studie zeigten dieselben vor Ort gesammelten Bettwanzenstämme, die in der vorliegenden Studie verwendet wurden, eine variable, aber hohe Resistenz gegen Fipronil (4,4- bis > 492-fach) [41]. Keine dieser Bettwanzen wies jedoch die Mutation im Rdl-Gen auf, die mit einer Resistenz gegen Fipronil und Dieldrin einhergeht. Darüber hinaus haben Gassel et al. [40] zeigten, dass die Wirksamkeit von Fluralaner durch Dieldrin- und Fipronil-Resistenz bei Katzenflöhen, Zecken und Fruchtfliegen nicht beeinträchtigt wird, was auf einen Mangel an Kreuzresistenz hinweist, da Fluralaner auf eine Stelle auf GABACl-Kanälen abzielt, die sich von der Stelle unterscheidet, auf die Cyclodiene und Fipronil abzielen. Diese Ergebnisse legen nahe, dass eine Kreuzresistenz zwischen Fipronil und Dieldrin die Wirksamkeit von Fluralaner gegen Bettwanzen in Geflügelfarmen wahrscheinlich nicht beeinträchtigt. Dennoch sollte die Verwendung von Fluralaner zur Bettwanzenbekämpfung mit Vorsicht erfolgen, da Bettwanzenpopulationen aufgrund der anhaltenden Exposition gegenüber mit Bravecto® und NexGard® behandelten Hunden und Katzen möglicherweise einer Selektion durch Fluralaner und Afoxalaner unterliegen.

Vor allem ist es wichtig zu betonen, dass es in den USA keine Fluralaner-haltigen Produkte gibt, die für die Verwendung bei Hühnern gekennzeichnet sind. Daher verwendeten wir abgewogene Portionen Bravecto®, die für die Anwendung bei Hunden gekennzeichnet sind, und befolgten experimentell die Dosierungsanweisungen für Exzolt®, ein Fluralaner enthaltendes Produkt, das in Australien und der Europäischen Union für die Anwendung bei Hühnern zugelassen ist. Diese extra-etikettierte Verwendung von Bravecto® ist gemäß dem Tierarzneimittelgebrauchs- und Aufklärungsgesetz zulässig, sofern keine rechtswidrigen Arzneimittelrückstände vorhanden sind [42]. Unser Einsatz von Bravecto® bei Hühnern war rein experimentell und soll nicht dazu dienen, den Einsatz in kommerziellen Beständen zu rechtfertigen.

Wir haben nur erwachsene männliche Bettwanzen verwendet. Biosicherheitsbedenken im Zusammenhang mit dem Transport von Bettwanzen zwischen zwei 3,5 km voneinander entfernten Labors schlossen den Einsatz von Nymphen und erwachsenen Weibchen aus. Obwohl frühere Studien mit membranbasierten künstlichen Futtermitteln keine großen Unterschiede zwischen den verschiedenen Lebensstadien von Bettwanzen zeigten [13], sollten Folgestudien Nymphen und Weibchen umfassen. Außerdem haben wir nur fünf vor Ort gesammelte Stämme aus dem Osten der USA getestet. Es müssen noch viele weitere vor Ort gesammelte Bettwanzenpopulationen beprobt werden, um festzustellen, ob unsere Ergebnisse allgemein in den USA und weltweit anwendbar sind.

Schließlich wurde unsere Studie in kontrollierten Laborumgebungen durchgeführt. Medikamentöse Behandlungen, Stoffwechselraten, Bettwanzenverhalten und Clearance-Raten von Medikamenten können unter Feldbedingungen zwangsläufig variieren. Daher sind Studien mit kommerziellen Hühnerherden unter Freilandbedingungen gerechtfertigt.

Dies ist der erste Bericht über eine neuartige Managementstrategie zur Bekämpfung des Bettwanzenbefalls in Geflügelfarmen. Die Verabreichung von Fluralaner-Tabletten durch orale Sondenernährung in einer Dosis von 0,5 mg/kg Hühnerkörpergewicht, wiederholt 7 Tage nach der ersten Behandlung, war in den ersten 28 Tagen nach der Behandlung hochwirksam bei der Abtötung von Bettwanzen. Basierend auf seinen pharmakokinetischen Parametern bei Hühnern ist zu erwarten, dass eine ähnliche Dosierung von Fluralaner im Trinkwasser sogar noch wirksamer gegen Bettwanzen ist. Eine Kombination aus Überwachung, Aufklärung, Wärmebehandlungen und Xenointoxikation könnte der Schlüssel zur Ausrottung von Bettwanzen in befallenen Geflügelfarmen sein.

Die Datensätze, die die Ergebnisse unterstützen, sind auf begründete Anfrage bei CS ([email protected]) erhältlich.

Wirkstoff

Konfidenzintervall

Maximale Plasmakonzentration

Dimethylsulfoxid

Tödliche Konzentration, die 50 % der Bevölkerung tötete

Tödliche Konzentration, die 90 % der Bevölkerung tötete

Tödliche Konzentration, die 99 % der Bevölkerung tötete

Resistent gegen Dieldrin

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Referenzen herunterladen

Wir danken Jay Levine, Wes Watson und Michael Waldvogel für Kommentare zu einem frühen Entwurf dieses Manuskripts.

Die Finanzierung dieser Studie erfolgte durch das Blanton J. Whitmire Endowment der North Carolina State University sowie durch Zuschüsse des Healthy Homes-Programms des US-amerikanischen Ministeriums für Wohnungsbau und Stadtentwicklung (NCHHU0053-19) und der US National Science Foundation (DEB-1754190). María A. González-Morales erhielt ein Stipendium des Department of Defense Science, Mathematics, and Research for Transformation (SMART) sowie Stipendienpreise vom Southern Regional Educational Board (SREB), der North Carolina Pest Management Association, Pi Chi Omega und North Carolina Graduiertenschule der State University. Alle in diesem Material zum Ausdruck gebrachten Meinungen, Erkenntnisse und Schlussfolgerungen oder Empfehlungen sind die des Autors/der Autoren und spiegeln nicht unbedingt die Position oder Politik der US-Regierung wider, und es sollte keine offizielle Billigung daraus abgeleitet werden.

Abteilung für Entomologie und Pflanzenpathologie, North Carolina State University, Raleigh, NC, USA

Maria A. González-Morales, Ahmed Haija, Richard G. Santangelo und Coby Schal

Abteilung für klinische Wissenschaften, College of Veterinary Medicine, North Carolina State University, Raleigh, NC, USA

Andrea E. Thomson und Olivia A. Petritz

Abteilung für Bevölkerungsgesundheit und Pathobiologie, College of Veterinary Medicine, North Carolina State University, Raleigh, NC, USA

Rocio Crespo

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MG-M, OAP, RC und CS konzipierten und gestalteten die Experimente. MG-M, AET, AH und RGS führten die Experimente durch. MG-M und CS analysierten die Daten. MG-M und CS haben das Manuskript geschrieben. MG-M, AET, OAP, RC und CS haben das Manuskript überarbeitet. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Coby Schal.

Bettwanzen wurden mit heparinisiertem menschlichem Blut gefüttert, das vom Amerikanischen Roten Kreuz bereitgestellt wurde (IRB-Nr. 00000288 und Protokoll Nr. 2018-026). Das künstliche Fütterungssystem befand sich in einer von der North Carolina State University zugelassenen BSL-2-Einrichtung (Biological Use Authorization #2020-09-836). Alle Studienverfahren mit Hühnern wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der North Carolina State University (IACUC #21-152) genehmigt.

Unzutreffend.

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

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Nachdrucke und Genehmigungen

González-Morales, MA, Thomson, AE, Petritz, OA et al. Systemische Tierarzneimittel zur Bekämpfung der Bettwanze Cimex lectularius in Geflügelfarmen. Parasites Vectors 15, 431 (2022). https://doi.org/10.1186/s13071-022-05555-6

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Eingegangen: 07. September 2022

Angenommen: 24. Oktober 2022

Veröffentlicht: 17. November 2022

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-022-05555-6

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