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Dec 11, 2023

Entwicklung eines Tiefs

Parasites & Vectors Band 16, Artikelnummer: 94 (2023) Diesen Artikel zitieren 1507 Zugriffe 1 Zitate 3 Altmetrische Metrikdetails Odocoileus virginianus (der Weißwedelhirsch) ist ein wichtiges Fortpflanzungstier

Parasites & Vectors Band 16, Artikelnummer: 94 (2023) Diesen Artikel zitieren

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3 Altmetrisch

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Odocoileus virginianus (der Weißwedelhirsch) ist ein wichtiger Fortpflanzungswirt für medizinisch wichtige Zeckenarten, darunter Ixodes scapularis und Amblyomma americanum. Die orale Verabreichung eines systemischen Akarizids an Weißwedelhirsche hat das Potenzial, die Vermehrung und Häufigkeit von Zecken sowie die Zahl der mit Krankheitserregern infizierten Zeckenstiche zu verringern. Frühere Studien haben gezeigt, dass ein niedrig dosierter Fipronil-Mäuseköder eine erhebliche Wirksamkeit bei der Bekämpfung der Larve I. scapularis zeigt, die das Erregerreservoir Peromyscus leucopus parasitiert. Keine früheren Studien haben die Wirksamkeit eines Fipronil-Produkts bei der Bekämpfung von Zecken untersucht, die Weißwedelhirsche parasitieren.

Es wurde eine Pen-Studie durchgeführt, um die Wirksamkeit eines Fipronil-Hirschfutters bei der Bekämpfung erwachsener Zecken I. scapularis und A. americanum zu bewerten. Einzeln gehaltene Hirsche (n = 24) wurden 48 und 120 Stunden lang Hirschfutter mit 0,0025 % Fipronil (Fipronil-Hirschfutter) ausgesetzt, und eine Kontrollgruppe von Hirschen wurde einem unbehandelten Placebo ausgesetzt. Am 7. und 21. Tag nach der Exposition wurden alle Hirsche mit 20 Paarungspaaren von in Nahrungskapseln eingeschlossenen I. scapularis und A. americanum parasitiert. Es wurden die Zeit nach der Anheftung, die Zeckenverstopfung und die Sterblichkeit der Zecken erfasst. Die Konzentrationen von Fipronil in Plasma, Kot und Gewebe von eingeschläferten Hirschen wurden mittels Flüssigkeitschromatographie-Massenspektrometrie geschätzt.

Das Fipronil-Hirschfutter bekämpft wirksam Zecken, die in Gehegen gehaltene Weißwedelhirsche parasitieren. Die Wirksamkeit bei der Verringerung der Überlebensrate blutsaugender weiblicher I. scapularis lag in allen Fällen bei über 90 %, außer wenn Zecken 48 Stunden lang behandelte Hirsche am Tag 21 nach der Exposition parasitierten (47,2 %). Die Wirksamkeit bei der Verringerung der Überlebensrate von A. americanum-Weibchen lag in allen Fällen bei über 80 %. In der 120-Stunden-Expositionsgruppe kam es am Tag 7 nach der Exposition bei beiden Zeckenarten zu einer Zeckensterblichkeit von 100 %. Es wurde eine signifikante Korrelation zwischen der Verringerung der Überlebensrate von Zecken und den Konzentrationen von Fipronilsulfon im Plasma beobachtet. Die Ergebnisse der Gewebeanalyse deuten darauf hin, dass möglicherweise eine Wartezeit erforderlich ist, um den Abbau von Fipronil vor der Jagdsaison zu ermöglichen.

Die Ergebnisse liefern einen Wirksamkeitsnachweis für den Einsatz eines oralen Akarizids auf Fipronil-Basis zur Bekämpfung von zwei medizinisch wichtigen Zeckenarten, die einen wichtigen Fortpflanzungswirt befallen. Um die Wirksamkeit und Toxikologie des Produkts in Wildwildpopulationen zu bestätigen, ist ein Feldversuch erforderlich. Fipronil-Hirschfutter kann ein Mittel zur Bekämpfung mehrerer Zeckenarten sein, die Wildwiederkäuer parasitieren, und in Zeckenbekämpfungsprogramme integriert werden.

Weltweit gelten Zecken als einer der wichtigsten Arthropoden-Erregerüberträger von Krankheitserregern bei Menschen und Tieren und sind daher von erheblicher medizinischer Bedeutung [1]. Zecken und Wildtierarten umfassen Vektor-Wirt-Beziehungen, die zunehmend medizinische und veterinärmedizinische Besorgnis erregen, wobei viele bemerkenswerte durch Zecken übertragene Krankheiten wie Anaplasmose, Babesiose, Ehrlichiose und Lyme-Borreliose erhebliche medizinische Aufmerksamkeit auf sich ziehen [2]. Die Vektorkontrolle gilt als eines der vielversprechendsten Mittel zur Reduzierung menschlicher Zeckenstiche und zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern. Herkömmliche Methoden wie flächendeckende Rundfunkanwendungen werfen jedoch Managementprobleme auf, einschließlich logistischer und wirtschaftlicher Hürden, der wahllosen Bekämpfung von Nichtzielorganismen wie Bestäubern und der beschleunigten Entwicklung von Insektizidresistenzen [3,4,5] . Daher sollten zusätzliche, differenziertere Kontrollmethoden erforscht werden, um herkömmliche Praktiken zu ergänzen.

Weißwedelhirsche dienen als potenzieller Blutmahlwirt für mehrere medizinisch wichtige Zeckenarten, darunter Ixodes scapularis (Schwarzbeinige Zecke), Amblyomma americanum (Einsame Sternzecke) [6], Haemaphysalis longicornis (Asiatische Laubholzzecke) [7] und Rhipicephalus microplus (Rinderfieberzecke) [8]. Ein exponentieller Anstieg der Populationen und der geografischen Verbreitung von Weißwedelhirschen wurde mit einer Zunahme der Häufigkeit und Verbreitung von I. scapularis in Verbindung gebracht [9] und dem anschließenden Anstieg der Inzidenz von Lyme-Borreliose [10, 11]. Dies ist wiederum auf Weißwedelhirsche zurückzuführen, die die primären Brutstätten von I. scapularis darstellen [12], wobei schätzungsweise etwa 90 % der erwachsenen I. scapularis sich von Hirschen ernähren [9]. Daher stellen Weißwedelhirsche einen wichtigen Fortpflanzungswirt für diese Zeckenart dar. Der Anstieg der Hirschpopulationen wurde auch mit einem Anstieg der Populationen von A. americanum in Verbindung gebracht [13], einer medizinisch wichtigen Zeckenart, die Weißwedelhirsche in mehreren Lebensstadien (Erwachsene, Nymphen, Larven) parasitiert [14] und stark abhängig ist auf diesem Host zur Reproduktion und Entwicklung. Es wurden Versuche unternommen, parasitierende Zecken zu bekämpfen, indem gezielt Weißwedelhirsche mit topischen Akariziden behandelt wurden, wobei das staatlich zugelassene Produkt auf Permethrinbasis, der 4-Poster Tick Control Deer Feeder, zum Einsatz kam [15]. Das Gerät wird mit unbehandeltem Mais gefüllt und wenn die Hirsche Zugang haben, wird das Maispermethrin mit Farbrollern lokal auf sie aufgetragen. Eine Reihe von Problemen haben den Einsatz dieser Technologie eingeschränkt, darunter der Arbeits- und Wartungsaufwand für die Wartung des Geräts (Nachfüllen von Mais, Auftragen von Permethrin auf Walzen, Reparieren kaputter Walzen usw.). Obwohl Studien darauf hindeuten, dass diese Technologie im Hinblick auf die Zeckenbekämpfung vielversprechend ist, gab es bislang keinen Erfolg bei der Bekämpfung der gesamten Lyme-Borreliose-Fälle [16]. Ein direkterer, praktischerer und weniger umständlicher Ansatz wäre es, dem Hirsch ein Futter zu geben, das ein orales Akarizid enthält.

Orale Akarizide stellen ein direkteres Mittel zur Verabreichung von Akariziden an Hirsche dar und wirken systemisch, wobei kleine Mengen des Akarizids von Zecken während der Blutfütterung aufgenommen werden [17]. Ein früherer Versuch wurde unternommen, I. scapularis zu bekämpfen, indem in einem Inselszenario in Maine Hirsche mit Ivermectin-behandeltem Mais gezielt bekämpft wurden [18]. Während die Ergebnisse die Fähigkeit von systemischem Ivermectin zeigten, blutsaugende Zecken zu bekämpfen, wenn es im Plasma bei ≥ 15 Teilen pro Milliarde (ppb) nachweisbar war, wurden im Vergleich dazu keine Auswirkungen auf das Vorhandensein wirtssuchender Zecken im Behandlungsbereich beobachtet Kontrolle. Daher kann es von Vorteil sein, andere alternative akarizide Verbindungen zu untersuchen.

Das Phenylpyrozol Fipronil stört das Zentralnervensystem von Arthropoden durch die Blockade von GABA-gesteuerten und Glutamat-gesteuerten Chloridkanälen [19]. Autoren früherer Untersuchungen zur Bewertung akarizider Wirkstoffkandidaten (einschließlich Fipronil und Ivermectin) kamen zu dem Schluss, dass Fipronil eine überlegene Wirksamkeit und Langlebigkeit bei der Bekämpfung von Zecken und Flöhen [17, 18, 19, 20], Phlebotomin-Sandfliegen [21] und Mücken [22] zeigte, was darauf hindeutet dass es ein nützliches Mittel zur gezielten Bekämpfung von blutsaugenden Zecken auf Weißwedelhirsche sein könnte. Der Großteil der systemischen Arbeit mit Fipronil in den USA konzentrierte sich auf die Bekämpfung von Oropsylla spp. Flöhe, die sich von Schwarzschwanz-Präriehunden ernähren [23, 24, 25] und I. scapularis bekämpfen, die sich von Peromyscus leucopus (Weißfußmaus) ernähren [26, 27], einer Wirtsart, die das Haupterregerreservoir für Borrelia burgdorferi im Nordosten darstellt und Mittlerer Westen der USA. Die letztgenannte Forschung führte zur Entwicklung eines Köders auf Fipronilbasis (0,005 % Fipronil), der in der Lage war, bis zu 100 % blutsaugende I. scapularis-Larven, die P. leucopus parasitieren, bis zu 15 Tage nach der Exposition unter Laborbedingungen zu kontrollieren [ 26] und bis zu 35 Tage nach der Exposition unter simulierten Feldbedingungen [27]. Die Ergebnisse des letztgenannten Experiments führten die Autoren zu dem Schluss, dass eine 100-prozentige Wirksamkeit erreichbar wäre, wenn bei Mäusen Fipronilsulfon im Plasma in Konzentrationen von ≥ 8,8 ppb vorhanden wäre.

Während sich das obige Produkt bei der Bekämpfung eines Haupterregerreservoirs von Lyme-Borreliose-Spirochäten im Nordosten und Mittleren Westen der USA als nützlich erweisen könnte, ernähren sich erwachsene I. scapularis nicht von Nagetieren und würden daher mit diesem Ansatz nicht bekämpft werden. Angesichts der Tatsache, dass schätzungsweise 90 % der I. scapularis-Zecken Weißwedelhirsche parasitieren und sich von ihnen ernähren [9], könnte die direkte Bekämpfung dieses Wirts mit einem Akarizid den Fortpflanzungserfolg dieser Zeckenart erheblich verringern. Darüber hinaus würden andere Zeckenarten wie A. americanum, die weniger auf Nagetierarten angewiesen sind, für ihre Entwicklung und Fortpflanzung jedoch stark auf Weißwedelhirsche angewiesen sind, von diesem Ansatz ins Visier genommen. Daher hat die gezielte Bekämpfung von Weißwedelhirschen mit einem oralen Akarizid auf Fipronil-Basis das Potenzial, Auswirkungen auf mehrere medizinisch wichtige Zeckenarten zu haben, einschließlich solcher, die durch auf Nagetiere gezielte Ansätze nicht erreicht werden.

Das Fehlen verfügbarer wissenschaftlicher Literatur zur Bekämpfung von Zecken bei Weißwedelhirschen mit Fipronil deutet stark darauf hin, dass in den USA keine oralen Fipronil-Produkte zur Bekämpfung von Zeckenüberträgern evaluiert wurden, die Weißwedelhirsche parasitieren. Allerdings wurden auf internationaler Ebene umfangreiche Arbeiten durchgeführt, mit Bewertungen zum Einsatz von Fipronil bei der Bekämpfung von Phlebotomin-Sandmücken und Anopheles spp. Mücken ernähren sich von Blut von Rindern [22, 28,29,30]. Die berichtete Wirksamkeit der in diesen Studien verwendeten Fipronil-Produkte weist darauf hin, dass Fipronil-Formulierungen erfolgreich an Wiederkäuerarten verabreicht werden können, um eine Vielzahl von Arthropodenvektoren zu bekämpfen. Daher wurde in der vorliegenden Studie ein orales Akarizidfutter (0,0025 % Fipronil; im Folgenden als Fipronil-Hirschfutter bezeichnet) zur Verabreichung an Weißwedelhirsche entwickelt, um parasitierende Zecken zu bekämpfen. Als Vorstufe zu etwaigen Feldversuchen führten wir die Studie unter Stallbedingungen durch, um die Schmackhaftigkeit des Futters, seine Wirksamkeit gegen parasitierende Zecken und den Fipronil-Rückstandsgehalt im Gewebe zu bestimmen. Diese Daten werden in Zukunft bessere Einblicke in die effektive Umsetzung potenzieller Managementpraktiken liefern.

Das Hauptziel der hier beschriebenen Studie bestand darin, die Wirksamkeit eines Fipronil-Hirschfutters gegen I. scapularis- und A. americanum-Zecken zu bewerten, die Weißwedelhirsche unter Stallbedingungen parasitieren. Die Vektor-Wirt-Assoziation und das Behandlungskonzept sind in Abb. 1 dargestellt. Ixodes scapularis wurde ausgewählt, weil es ein Vektor von sieben menschlichen Krankheitserregern ist, wobei die bemerkenswertesten diejenigen sind, die die Lyme-Borreliose verursachen [31, 32]. Die Lyme-Borreliose ist die häufigste durch Vektoren übertragene Krankheit in den USA, kommt am häufigsten im Nordosten und Mittleren Westen der USA vor und verursacht schätzungsweise etwa 500.000 Fälle beim Menschen pro Jahr [32,33,34]. Amblyomma americanum wurde ausgewählt, weil der Verdacht besteht, dass es fünf oder mehr Krankheitserreger überträgt, die auf den Menschen übertragbar sind [35], und außerdem mit der Southern Tick-Associated Rash Disease (STARI) [36] und einer Allergie gegen rotes Fleisch in Verbindung gebracht wird [37, 38].

Vektor-Wirt-Assoziation (a) und Einfluss des Fipronil-Hirschfutterverbrauchs durch Weißwedelhirsche auf die Fortpflanzung weiblicher Zecken (b). a Erwachsene Weibchen heften sich etwa 6–11 Tage lang an Weißwedelhirsche und ernähren sich von Blut. Vollständig vollgestopfte Weibchen lassen sich vom Wirt fallen und beginnen mit der Fortpflanzung. Die Weibchen legen dann ihre Eier ab und produzieren Tausende von Eiern. b Erwachsene weibliche Zecken, die sich von Weißwedelhirschen mit Blut ernähren, verfallen und werden daran gehindert, sich bis zur Verstopfung zu ernähren und sich abzulösen, wodurch sie anschließend an der erfolgreichen Eiablage gehindert werden und die Fortpflanzungsrate verringert wird

Die Studie wurde in den Jahren 2021 und 2022 durchgeführt. Sämtliche Untersuchungen an Weißwedelhirschen im Rahmen dieses Projekts wurden am Deer Research Center der Pennsylvania State University (PSU) (State College, PA, USA) durchgeführt, einer Einrichtung, die eine Herde hält von etwa 75–100 in Gefangenschaft lebenden Weißwedelhirschen. Die Anlage umfasst neun große Außenkoppeln für die Unterbringung und Zucht von Gruppen sowie einen zentral gelegenen Stall mit 24 Ställen für die Unterbringung einzelner Tiere.

Alle Aktivitäten mit Tieren während dieser Studie wurden in Übereinstimmung mit dem Animal Welfare Act, den Richtlinien des Office of Laboratory Animal Welfare und dem Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Pennsylvania State University durchgeführt (PSU-Protokoll Nr. PROTO202101784, Genehmigungsdatum: 15. Februar). 2021).

Fipronil-Hirschfutter (FDF) ist eine granulierte Formulierung, die im Rahmen des Vertrags Nr. 75D30120C09834 der US-amerikanischen Centers of Disease Control and Prevention (CDC) entwickelt wurde. Als Teil des anfänglichen Akarizid-Entwicklungsprozesses wurde eine Halbfeld-Screening-Studie durchgeführt, um die schmackhaftesten Formulierungen zu ermitteln, gefolgt von einer Dosisfindungsstudie mit erwachsenen I. scapularis, um die optimale Fipronil-Konzentration zu bestimmen. Diese Studie führte zur Entwicklung von FDF, einer körnigen Zuckerrübenformulierung, die für Weißwedelhirsche mit einer nominalen Fipronil-Konzentration von 0,0025 % sehr schmackhaft war und nachweislich 100 % I. scapularis parasitierende Weißwedelhirsche nach 24 Stunden bekämpft nach der Exposition, als ihnen 48 Stunden lang FDF präsentiert wurde (Poché et al., unveröffentlichte Daten).

Zur Herstellung von FDF wurden die Rohzutaten in einem branchenüblichen elektronischen Mischer (Marion Processing Solutions, Marian, IA, USA) gemischt, der etwa 225 kg Material aufnehmen kann. Die Formulierung enthielt eine nominale Fipronil-Konzentration von 0,0025 % (25 ppm), was vom Environmental Medicine Analytical Laboratory (CSU) der Colorado State University (Fort Collins, CO, USA) mithilfe einer validierten Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC)-Methode bestätigt wurde mit einer Bestimmungsgrenze (LOQ) von 5 ppm. Die Konzentration von Fipronil im FDF in zwei hergestellten Chargen betrug 28,2 ± 0,71 bzw. 26,2 ± 0,69 ppm.

Es wurden sowohl männliche als auch weibliche ausgewachsene und einjährige Testhirsche verwendet. Zu Beginn der Akklimatisierung wurden die Testhirsche von den Gruppenkoppeln in den Handhabungsstall überführt, wo sie einzeln in etwa 7,5 (Länge) × 3 m (Breite) großen Ställen gehalten wurden. Die Dächer der Ställe waren teilweise geöffnet, um Sonnenlicht hereinzulassen, verfügten aber auch über Vordächer, um die Testhirsche und die FDF vor schlechtem Wetter zu schützen. Im Laufe des Projekts wurden Wetterdaten von der Wetterstation Patton Township in State College, Pennsylvania (Stations-ID: KPASTATE15) gesammelt. Die Wände der Pferche waren hoch genug, um das Entkommen der Hirsche zu verhindern (ca. 3 m). Die Hirsche wurden vor der FDF-Exposition drei Tage lang an die Testbedingungen gewöhnt und der allgemeine Gesundheitszustand aller Hirsche wurde täglich überwacht. Während dieser Zeit wurde den Hirschen nach Belieben handelsübliches Hirschfutter (PSU Breeder 18 % Deer Diet; Cargil Animal Nutrition, Minneapolis, MN, USA) verabreicht, und jeden Tag erhielten sie etwa 500 g unbehandeltes Futter, das alle inaktiven Inhaltsstoffe enthielt das FDF (Placebo). Alle Hirsche wurden vor der FDF-Exposition von einem Tierarzt untersucht.

Hirsche wurden mithilfe eines Zufallssequenzgenerators Gruppen zugeordnet und die Gruppen wurden anhand folgender Kriterien unterschieden: (i) Testgruppenidentität (Behandlungsgruppe [T], Kontrolle [C]); und (ii) die Dauer der Exposition (48 h [T48], 120 h [T120]) (Zusatzdatei 1: Tabelle S1). Während keine expliziten Richtlinien für Weißwedelhirsche verfügbar sind, empfehlen die Bundesrichtlinien eine Stichprobengröße von 6–10 Probanden pro Testgruppe bei der Bewertung von Pestiziden gegen Schädlinge von Menschen und Haustieren, wie Flöhe und Zecken [39]. Die Größe der in Gefangenschaft gehaltenen Herde und die Anzahl der Hirsche, deren Manager es sich leisten konnten, für dieses Projekt zu spenden, beschränkten die Stichprobengröße, die wir nutzen konnten, und wir konnten nicht die gleiche Anzahl von Männern (n = 15) und Frauen haben (n = 9). Es wurde festgestellt, dass jede Versuchsgruppe acht Tiere umfassen konnte (n = 24). Insgesamt 16 Hirschen wurde FDF angeboten, wobei acht Hirsche 48 Stunden lang FDF und acht Hirsche 120 Stunden lang FDF ausgesetzt wurden. Weitere acht Hirsche dienten als unbehandelte Kontrollgruppe, wobei 50 % der Tiere 48 Stunden lang Placebo und 50 % 120 Stunden lang Placebo ausgesetzt wurden. Während des Expositionszeitraums wurden weiterhin Hirsche in den einzelnen Ställen gehalten. Vor der Zeckenanheftung wurden die Hirsche innerhalb jeder Testgruppe zusätzlich in Untergruppen eingeteilt, wobei 50 % der Hirsche am Tag 7 nach der FDF-Exposition mit Zecken parasitiert waren und 50 % am Tag 21 nach der FDF-Exposition mit Zecken parasitiert waren ( 4 Tiere/Untergruppe).

Zu Beginn der Expositionsperiode mit Hirschfutter wurde den Hirschen ausschließlich FDF in einem erhöhten Viehfutterhäuschen präsentiert (Zusatzdatei 2: Abbildung S1). Den Hirschen wurde alle 24 Stunden maximal 1 kg angeboten, und die Hirsche erhielten sofort nach dem Verzehr des gesamten FDF kommerzielles Hirschfutter. An jedem Morgen der Exposition (08:00 Uhr) wurde der FDF vorübergehend entfernt und auf 0,1 g genau gewogen, woraufhin dem Hirsch sofort frischer FDF präsentiert wurde. Am Ende des Expositionszeitraums wurde das gesamte FDF gewogen und endgültig entfernt. Die oben genannten Verfahren wurden auch für die Hirsche in der Kontrollgruppe befolgt, ihnen wurde jedoch ein unbehandeltes Placebo (das alle Inhaltsstoffe von FDF minus Fipronil enthielt) anstelle von FDF verabreicht.

Am Ende der Exposition wurde das gesamte FDF oder Placebo entfernt und die Hirsche bis zur Zeckenanheftung in Gruppenkoppeln freigelassen. Für den Rest der Studie wurden Hirsche ausschließlich nach Belieben mit kommerziellem Futter gefüttert. Während der Zeit nach der Exposition, jedoch vor der Zeckenansteckung, blieben die Hirsche in den Gruppenkoppeln und ihr allgemeiner Gesundheitszustand wurde täglich beobachtet.

Zecken wurden von der Oklahoma State Tick Rearing Facility (OSU) (Stillwater, OK, USA) erworben. Von jedem Geschlecht und jeder Art (I. scapularis und A. americanum) wurde die gleiche Anzahl erhalten. Für jede Charge von I. scapularis und A. americanum untersuchte die OSU vor dem Versand an den Studienstandort eine Teilprobe von Zecken (n = 10) mithilfe standardisierter PCR-Assays auf Krankheitserreger. Ixodes scapularis wurden auf B. burgdorferi und Anaplasma phagocytophilum untersucht. Amblyomma americanum wurde auf das Vorhandensein von Ehrlichia chaffeensis, Francisella tularensis und Rickettsia rickettsii untersucht. Alle PCR-gescreenten Zecken waren negativ für die oben genannten Erreger. Sobald die Zecken am Untersuchungsort ankamen, wurden sie in einem branchenüblichen Exsikkator gehalten, wobei die relative Luftfeuchtigkeit bei > 90 % gehalten wurde, bis sie in einer Futterkapsel zur Anheftung an Hirsche eingeschlossen wurden.

Die in dieser Studie verwendeten Nahrungskapseln wurden speziell für die Aufnahme von blutsaugenden I. scapularis und A. americanum entwickelt. Futterkapseln ermöglichen die Eindämmung und Lokalisierung von Zecken und erleichtern die Bluternährung [40]. Die traditionelle Stockinet-Sleeve-Methode zur Zeckenfütterung bei Rindern [41,42,43] erwies sich für Weißwedelhirsche als unzureichend. Stattdessen haben wir eine Futterkapsel für die Anwendung bei Hirschen entwickelt, die teilweise auf Futterkapseln für Zecken (im Folgenden als Zeckenfutterkapseln bezeichnet) basierte, die zuvor für die Zeckenfütterung bei Kaninchen und Schafen entwickelt wurden [44]. Um jede Kapsel herzustellen, wurden Blätter aus Ethylen-Vinylacetat-Schaum in drei quadratische Stücke geschnitten. Jedes Quadrat hatte einen anderen Außenbereich, der Flexibilität ermöglichte (Basis ca. 12 × 12 cm, Mitte ca. 9 × 9 cm, Oberseite ca. 7 × 7 cm) und eine Gesamttiefe von ca. 18 mm. Die Mitte jedes Quadrats wurde weggeschnitten, wodurch eine Öffnung entstand. Die Innenflächen der Basis- und Mittelstücköffnungen betrugen jeweils etwa 7 × 7 cm; Das obere Stück hatte eine kleinere Öffnung (ca. 1,5 × 1,5 cm), durch die die Zecken eingeführt werden sollten, was die Wahrscheinlichkeit verringerte, dass Zecken durch die Oberseite der Kapsel entweichen würden (Zusatzdatei 3: Abbildung S2).

Hirsche wurden durch eine intramuskuläre Injektion von Telazol und Xylazin in Dosierungen von etwa 3 mg/kg bzw. etwa 2,5 mg/kg betäubt. Nach der vollständigen Betäubung wurden die Hirsche mit einer zertifizierten Waage auf 0,1 kg genau gewogen. Vor der Blutentnahme und dem Anbringen der Kapsel wurden große Fellflecken am Hals mit elektrischen Pferdeschermaschinen (Wahl®; Wahl Clipper Corp., Sterling, IL, USA) gestutzt. Vor dem Anbringen der Kapsel wurden mit einer 20-Gauge-Nadel 10 ml Blut aus der Halsvene jedes Hirsches entnommen. Das Blut jedes einzelnen Hirsches wurde sofort in einen EDTA-haltigen Vacutainer gegeben und 10 Minuten lang bei 7000 Umdrehungen/Minute zentrifugiert. Das Plasma wurde in 1,5-ml-Zentrifugenröhrchen überführt, die dann bis zur Analyse bei –20 °C gelagert wurden.

Zwei identische Zeckenfutterkapseln wurden mit einer großzügigen Menge Stoffkleber (Tear Mender, St. Louis, MO, USA) an gegenüberliegenden Seiten des Halses jedes Hirsches befestigt. Jede Kapsel wurde > 3 Minuten lang fest an Ort und Stelle gehalten, damit sie an Haut und Fell haften konnte. Für jedes Reh wurden 20 Paarungspaare von I. scapularis in einer Kapsel und 20 Paarungspaare von A. americanum in der zweiten Kapsel platziert. Vor dem Anheften der Zecken wurden 20 Zecken (alle der gleichen Art und des gleichen Geschlechts) in eine modifizierte 5-ml-Spritze gegeben. Um die Bewegung zu verlangsamen, wurden die Zecken etwa 5–10 Minuten lang in Eis gekühlt. Die 20 Paarungspaare wurden dann vorsichtig in die Kapseln getaucht und ein feinmaschiger Deckel angebracht und mit Klebeband verstärkt. Repräsentative Fotos und Videos des Zeckenanbringungsprozesses sind in Abb. 2 bzw. Zusatzdatei 4: Video S1 dargestellt. Die Kapseln wurden außerdem am Hirsch befestigt, indem der Hals mit einem Veterinärverband umwickelt wurde (3 M Company, St. Paul, MN, USA).

Zeckenkapselaufsatz und Zeckenaufsatz. a Weibliche Zecken werden in die Kapsel eingetaucht, b der Kolben wird entfernt, bevor der Netzdeckel befestigt wird, c die fertige, gesicherte Kapsel wird überprüft, um sicherzustellen, dass alle Ecken am Hals haften, d Nahaufnahme der fertigen Kapsel mit 20 Paarungspaaren von Ixodes scapularis

Nach Abschluss der Kapsel- und Zeckenanheftung wurde den Hirschen Tolazin über eine intramuskuläre Injektion in einer Dosis von 4 mg/kg verabreicht, um die Wirkung des Anästhetikums aufzuheben. Anschließend wurden die Hirsche in einzelnen Ställen gehalten, genau beobachtet, bis sie mobil waren und sich normal bewegten, und für den Rest des Tages routinemäßig überwacht.

Der Zeitraum nach der Anheftung umfasste die ersten 8 Tage nach der Anheftung der Zecke (Tag 0 bis Tag 8). Während dieser Zeit wurden die Hirsche einzeln in Ställen gehalten (Zusatzdatei 5: Abbildung S3) und täglich überprüft, um eine angemessene Gesundheit und ein angemessenes Wohlbefinden sicherzustellen und um sicherzustellen, dass die Kapseln fest befestigt blieben. Am 6. und 8. Tag nach der Anheftung wurden die Hirsche auf die zuvor beschriebene Weise betäubt und die Kapseln geöffnet, um den Zustand der Zecken zu überwachen. Diese Zeitpunkte wurden ausgewählt, weil I. scapularis die Hauptart war, die Anlass zur Sorge gab und Berichten zufolge etwa 6 bis 11 Tage benötigt, um eine Schwellung zu erreichen und sich abzulösen [45]. Zwischen den Sedierungen jedes Hirsches waren mindestens 48 Stunden erforderlich, da die IACUC-Richtlinie der PSU die Sedierung von Tieren an aufeinanderfolgenden Tagen verbot.

Zecken waren mit bloßem Auge leicht zu erkennen. Das Innere jeder Kapsel wurde sorgfältig auf anhaftende und abgelöste Zecken untersucht. Die Anzahl der insgesamt gefundenen Zecken sowie ihr Bindungsstatus (anhaftend, abgelöst), ihr Fressstatus (flach, teilweise angeschwollen, vollständig angeschwollen) und ihr Zustand (lebendig, tot) wurden aufgezeichnet. Alle toten Zecken (anhaftende, abgelöste) wurden von den Hirschen entfernt. Am Ende der Zeckenbeobachtungen am achten Tag nach der Anheftung wurden die Kapseln vollständig entfernt und alle lebenden oder toten Zecken wurden manuell vom Hirsch entfernt.

Vollständig gefüllte, lebende, abgetrennte weibliche Zecken wurden gesammelt, mit einer Analysenwaage (Mettler-Toledo, LLC, Columbus, OH, USA) auf 0,0001 g genau gewogen und einzeln in Fläschchen aufbewahrt. Vollgestopfte Weibchen wurden in einem Exsikkator (> 90 % relative Luftfeuchtigkeit) gehalten und hatten etwa 14–28 Tage Zeit, um die Eiablage abzuschließen [45]. Nachdem die Eiablage abgeschlossen war, wurden die Weibchen entfernt und die Eimasse auf 0,0001 g genau gewogen. Die Eimasse wurde auf das Entstehen von Larven überwacht, wobei die Embryonierung der Eier innerhalb von etwa 35–50 Tagen erfolgte [45]. Die Eimasse wurde etwa zwei bis drei Wochen lang überwacht, um den Anteil der geschlüpften Eier abzuschätzen.

Am Ende der Zeckenbeobachtungen am achten Tag nach der Anheftung wurden aus jedem Testhirschgehege frische Kotproben entnommen. Zusätzlich wurden von jedem Hirsch in jeder Behandlungsgruppe innere Gewebe entnommen. Die Hirsche wurden zunächst durch Injektion von 1–2 mg/kg Xylazinhydrochlorid (100 mg/ml) in die großen Muskelbäuche der Rumpf-/Hinterbeine sediert. Während sie sediert waren, wurden die Hirsche durch intravenöse Injektion von 86 mg/kg Euthasol (Pentobarbital-Natrium, 390 mg/ml) über die Halsvene eingeschläfert, was zu einer Überdosis Pentobarbital-Natrium führte. Der Tod wurde durch eine Kombination der folgenden Faktoren bestätigt: (i) fehlender Herzschlag basierend auf der Auskultation mit einem Stethoskop; (ii) mangelnde Atmung, basierend auf einer visuellen Inspektion des Brustkorbs; (iii) fehlender Hornhautreflex; und (iv) mangelnde Reaktion auf festes Einklemmen der Zehen. Die gesamte Euthanasie wurde ausschließlich vom behandelnden Tierarzt durchgeführt.

Von eingeschläferten Hirschen wurden verschiedene Gewebeproben gesammelt. Das Ziel bestand darin, Gewebe zu sammeln, das dem ähnelte, was Jäger bei der Feldzurichtung eines getöteten Hirsches sammeln würden. Daher haben wir uns auf bestimmte Fleischstücke, Fleischnebenprodukte und Fettgewebe konzentriert. Ungefähr 50 g jedes Gewebes wurden chirurgisch mit Einwegskalpellen entfernt. Skalpelle und OP-Handschuhe wurden zwischen jeder einzelnen Gewebeentnahme ausgetauscht, um das Risiko einer Kontamination zu minimieren. Jedes Gewebe wurde in einen einzelnen Beutel mit biologischen Proben (Keefitt®) überführt, der sofort bis zur Analyse bei –20 °C gelagert wurde. Zusätzlich zur Gewebeentnahme von 16 Hirschen in der Behandlungsgruppe sammelten wir Gewebe von zwei Hirschen in der Kontrollgruppe, um eine Basislinie zu erstellen und analytische Methoden zu entwickeln.

Gewebe, Plasma und Fäkalien wurden zur Methodenentwicklung und Analyse an die CSU geliefert und mithilfe validierter Methoden der Flüssigkeitschromatographie/Massenspektrometrie (LC/MS) auf das Vorhandensein von Fipronil und Fipronil-Metaboliten analysiert. Eine Liste der Gewebeklassifizierungen, die von der US-Umweltschutzbehörde (EPA) für Fipronil bei Rindern aufgeführten maximalen Rückstandsgrenzwerte (MRL) und die expliziten Gewebeidentifikationen sind in der Zusatzdatei 6: Tabelle S2 aufgeführt.

Kritische Studientermine für jedes Testhirsch (Akklimatisierung, Exposition, Nachbefestigung, Kapselkontrollen, Gewebesammlung) sind in der Zusatzdatei 7: Tabelle S3 aufgeführt.

Die von jedem Hirsch verzehrte FDF-Menge wurde täglich berechnet und auf 0,1 g genau aufgezeichnet. Der gesamte Fipronil-Verzehr jedes Hirsches (mg) und das Körpergewicht (kg), das vor der Zeckenanheftung aufgezeichnet wurde, wurden verwendet, um die Menge an Fipronil (in mg) zu schätzen, die pro Kilogramm Hirsch konsumiert wurde. Unterschiede im täglichen FDF/Placebo-Verbrauch und im Körpergewicht der Hirsche zwischen den Gruppen wurden mithilfe einer Varianzanalyse verglichen. Unterschiede im Gesamtverbrauch von Fipronil pro Hirsch (mg/kg) wurden zwischen T48 und T120 mithilfe eines Student-t-Tests verglichen.

Erwachsene Zecken, die am 6. und 8. Tag nach der Exposition beobachtet und gezählt wurden, wurden durch den Bindungsstatus (anhaftend, abgetrennt) und den Fütterungsstatus (nicht angeschwollen, teilweise angeschwollen, vollständig angeschwollen) definiert, wobei „anhaftend“ = erwachsene Zecken, die in den Zecken verankert bleiben Haut von Hirschen; „freistehend“ = ausgewachsene Tiere, die nicht in die Haut von Hirschen eingebettet sind; „flach“ = nicht vollgestopfte Erwachsene, die keine erkennbare Blutmahlzeit zeigen; „teilweise geschwollen“ = Erwachsene mit erkennbarer teilweiser Blutmahlzeit, aber nicht vollständig ernährt; und „vollständig angeschwollen“ = völlig aufgeblähte und dunkel gefärbte Erwachsene. Zecken wurden weiter durch ihren Zustand (tot, lebendig) definiert, der durch sorgfältiges Beobachten und Manipulieren befestigter und losgelöster Zecken mit einer Pinzette mit feiner Spitze bestimmt wurde, um eine Bewegung hervorzurufen, wobei „lebendig“ = Bewegung von Beinen, Palpen oder Mundwerkzeugen; und „tot“ = keine Bewegung nach ca. 45 s Manipulation. Der Bindungsstatus, der Fütterungsstatus und der Zustand weiblicher Zecken wurden zwischen Behandlungs- und Kontrollgruppe verglichen. Der Anteil der innerhalb jeder Testgruppe wiedergewonnenen Zecken wurde ebenfalls untersucht. Unterschiede im Anteil der anhaftenden und abgelösten Zecken für jede Art sowie Unterschiede im Fütterungsstatus und -zustand jeder Art innerhalb jeder Testgruppe wurden mithilfe eines Pearson-χ2-Tests auf Unabhängigkeit verglichen.

Das Gewicht der vollgestopften Weibchen und die ungefähre Anzahl der Eier und geschlüpften Larven wurden zwischen der Behandlungs- und der Kontrollgruppe verglichen. Um die ungefähre Anzahl der Eier in jeder Eimasse abzuschätzen, wurde angenommen, dass 1 g Ixodid-Eier etwa 20.000 einzelne Eier enthalten würde [46]. Die Anzahl der geschlüpften Larven wurde geschätzt, indem der ungefähre Anteil der geschlüpften Eier mit der ungefähren Anzahl der Eier multipliziert wurde [46]. Unterschiede im Gewicht von vollgestopften Weibchen, die sich von FDF-behandelten Hirschen lösen, im Vergleich zu Hirschen in der Kontrollgruppe und die anschließende Anzahl an Eiern und Larven, die pro Weibchen produziert wurden, wurden mithilfe eines Student-t-Tests geschätzt.

Die Mortalität/Wirksamkeit bei der Bekämpfung von I. scapularis und A. americanum wurde nach der Anheftung bewertet. Wir haben zwei Messgrößen verwendet, um die Wirksamkeit zu bewerten: (i) die durchschnittliche Anzahl lebender, vollgestopfter Weibchen, die sich bis zum achten Tag nach der Anheftung erfolgreich lösen konnten; und (ii) die durchschnittliche Überlebensrate der Weibchen (angehängt und abgetrennt) am Ende des 8. Tages nach der Anbringung.

Die Wirksamkeit von FDF bei der Kontrolle der blutsaugenden I. scapularis und A. americanum im Vergleich zu den unbehandelten Kontrollgruppen wurde mithilfe der Abbott-Formel geschätzt [47]:

wobei T = n Behandlungsgruppe und C = n Kontrollgruppe.

Die Konzentrationen von Fipronil und Fipronil-Metaboliten im Plasma (Cp) (LOQ = 0,04 ppb) und im Kot (Cf) (LOQ = 0,1 ppb) wurden für jedes einzelne Reh (n = 24) geschätzt. Mithilfe der linearen Regression (P < 0,05) wurde eine Korrelation zwischen Cp oder Cf (abhängig) und den von Weißwedelhirschen aufgenommenen mg Fipronil/kg Körpergewicht (unabhängig) festgestellt. Die lineare Regression wurde auch verwendet, um einen möglichen Zusammenhang zwischen Cp und der Überlebensrate weiblicher I. scapularis- und A. americanum-Zecken festzustellen.

Die Konzentrationen von Fipronil und Fipronil-Metaboliten in verschiedenen Geweben (Ct) wurden für 16 mit FDF behandelte Hirsche und zwei Kontrollhirsche geschätzt (LOQ = 0,04 ppb). Unterschiede in den Ct-Werten zwischen allen Gewebeklassifizierungen (Fett, Fleisch, Fleischnebenprodukte, Leber) wurden mithilfe eines Kruskal-Wallis-H-Tests und anschließend eines Wilcoxon-Signed-Rank-Tests innerhalb jedes Paares geschätzt. Unterschiede in den Ct-Werten zwischen den T48- und T120-Expositionsgruppen, die für jede Gewebeklassifizierung geschätzt wurden, und Unterschiede in den Ct-Werten jeder Gewebeklassifizierung innerhalb jeder Testuntergruppe wurden mithilfe eines Wilcoxon-Signed-Rank-Tests geschätzt. Der Ct-Wert wurde mit dem von der US-Umweltschutzbehörde EPA für Wiederkäuer festgelegte MRL [47] (Fleisch/Muskel = 40 ppb; Leber = 100 ppb; Fleischnebenprodukte = 40 ppb; Fett = 400 ppb) verglichen, der in den USA verwendet wird Food and Drug Administration (FDA) bei der Bewertung potenzieller Produkte. Die zu jedem Zeitpunkt nach der Exposition (Tag 15, Tag 29) aufgezeichneten Ct-Werte wurden verwendet, um Exponentialgleichungen zu entwickeln, um die Rate des Fipronil-Abbaus für jede Gewebeklassifizierung als Funktion der Anzahl der Tage nach der Exposition zu approximieren. Die Gleichung wurde wie folgt formuliert und ähnelt funktional den Gleichungen, die zuvor von Poché et al. verwendet wurden. [29] zur Darstellung des Fipronilabbaus in Rinderplasma und -fäzes:

wobei Ɵ1 = Theta-1-Schätzung, Ɵ2 = Theta-2-Schätzung, EXP = exponentiell, x = Tage nach der Exposition.

Alle Analysen wurden mit den aktuellen Versionen der JMP-Statistiksoftware (Version 15) (SAS Institute, Cary, NC, USA) und Microsoft Excel durchgeführt. Unterschiede wurden als signifikant angesehen, wenn P < 0,05.

In dieser Studie wurden insgesamt 24 Hirsche eingesetzt, und alle Hirsche schienen während des gesamten Experiments gesund zu sein. Das Körpergewicht der einzelnen Hirsche, der gesamte FDF-Verbrauch und der Fipronilverbrauch sind in Tabelle 1 dargestellt. Für die 48-Stunden-Expositionsgruppe lagen der FDF-Verbrauch (g), das Körpergewicht (kg) und der Fipronilverbrauch (mg/kg) zwischen 805,5 und 2000 g , von 50,4 auf 93,9 kg bzw. von 0,24 auf 0,99 mg/kg. Für die 120-Stunden-Expositionsgruppe lagen der FDF-Verbrauch (g), das Körpergewicht (kg) und der Fipronil-Verbrauch (mg/kg) zwischen 1474,1 und 5000,0 g, zwischen 50,9 und 104 kg bzw. zwischen 0,44 und 1,47 mg/kg.

Beim Vergleich des täglichen FDF- und Placebo-Verbrauchs bei 48-stündiger Exposition und 120-stündiger Exposition wurden keine signifikanten Unterschiede festgestellt. Beim Vergleich der Körpergewichte einzelner Hirsche zwischen den Testgruppen wurden keine signifikanten Unterschiede festgestellt. Wie erwartet war die von jedem Hirsch aufgenommene Menge an Fipronil (mg/kg) in T120 (5-tägige Exposition) signifikant höher als in T48 (2-tägige Exposition) (t(13,636) = 4,082, P = 0,0012).

Das System zur Eindämmung und Wiederherstellung erwachsener Zecken, die Hirsche befallen, war relativ effizient. Die Daten zur Tick-Wiederherstellung und zum Anhangsstatus sind in Tabelle 2 explizit dargestellt und wurden zur Berechnung aller in diesem Abschnitt dargestellten Summen und Prozentsätze verwendet. Insgesamt waren Weißwedelhirsche mit 840 Zecken vom Typ I. scapularis (420 weiblich, 420 männlich) und 840 Zecken vom Typ A. americanum (420 weiblich, 420 männlich) befallen. Von diesen 1680 Zecken wurden 1226 in der Zeit nach der Anheftung geborgen (73 %).

Die Wahrscheinlichkeit, dass sich I. scapularis-Weibchen ablösten oder anhaften blieben, war im Vergleich zu A. americanum deutlich unterschiedlich (χ2 = 42,243, P < 0,0001), wobei sich die Wahrscheinlichkeit, dass sich I. scapularis über den 8-tägigen Beobachtungszeitraum ablöste, erhöht. Männchen beider Zeckenarten zeigten eine signifikant größere Tendenz zur Ablösung als Weibchen (χ2 = 273,195, P < 0,0001). Die Wahrscheinlichkeit, dass Zecken absterben, war für I. scapularis im Vergleich zu A. americanum über den 8-tägigen Beobachtungszeitraum signifikant höher (χ2 = 138,370, P < 0,0001).

Insgesamt wurden 572 von 840 I. scapularis geborgen (68,1 %), davon waren 371 (64,9 %) weiblich. Von den genesenen Weibchen waren 66 % (n = 245) angehängt; im Gegensatz dazu waren 85,6 % der Männer (n = 172) distanziert. Die Erholung innerhalb der Testgruppen betrug insgesamt 75 % (T48), 78,9 % (T120) und 50,4 % (Kontrollgruppe). Die Genesung war in der Kontrollgruppe schwieriger, da die Anzahl der Männer (n = 24) im Vergleich zu den Behandlungsgruppen (n = 81, n = 96) unterschiedlich war. Insgesamt wurden 654 von 840 A. americanum-Zecken geborgen (77,9 %), wobei die Testgruppen insgesamt 78,2 % (T48), 71,1 % (T120) und 84,3 % (Kontrollgruppe) ausmachten. Die A. americanum-Zecken hatten eine größere Tendenz, an den Zecken zu bleiben, wobei 88 % der Weibchen (n = 316) und 79,3 % der Männchen (n = 234) am Ende der 8-tägigen Zeit nach der Anheftung immer noch an den Zecken hafteten.

Die Daten zum Zeckenfütterungsstatus und -zustand sind in Tabelle 2 explizit aufgeführt und wurden zur Berechnung aller in diesem Abschnitt aufgeführten Summen und Prozentsätze verwendet. Innerhalb der T48-, T120- und Kontrollgruppen waren 11,6 % (n = 15), 1,6 % (n = 2) bzw. 45,3 % (n = 53) der wiederhergestellten weiblichen I. scapularis am Leben. Alle flachen I. scapularis-Weibchen, die am Tag 8 nach der Anheftung gesammelt wurden, waren unabhängig von der Testgruppe tot, wobei in den Gruppen T48 (n = 65) und T120 (n = 103) weitaus mehr flache Weibchen gesammelt wurden als in der Kontrollgruppe (n = 21). Die Überlebensrate war in der Kontrollgruppe im Vergleich zu den Behandlungsgruppen signifikant höher (χ2 = 82,696, P < 0,0001). Innerhalb der T48- und T120-Gruppen war der größte Anteil der gesammelten I. scapularis-Weibchen flach und tot, was 50,4 % (n = 65) und 82,4 % (n = 103) der jeweiligen gesammelten Gesamtzahl entspricht. Es gab einen signifikanten Unterschied im Fütterungsstatus der weiblichen Zecken der Kontrollgruppe im Vergleich zu denen der T48- und T120-Gruppen (χ2 = 114,495, P < 0,0001). Lebende und vollgestopfte Weibchen machten den größten Anteil der Zecken innerhalb der Kontrollgruppe aus (38,5 %, n = 45), ein Nebenprodukt der fehlenden FDF-Exposition, wobei tote und teilweise vollgestopfte Weibchen den zweitgrößten Anteil ausmachten (35 %). , n = 41). Nur zwei von 201 Männchen, die am achten Tag nach der Anheftung gesammelt wurden, waren am Leben (1 %). Bei A. americanum waren in der T48-, T120- und Kontrollgruppe 13 % (n = 16), 5,9 % (n = 7) bzw. 99,1 % (n = 116) der genesenen Weibchen am Leben. Die Überlebensrate der Zecken war in der Kontrollgruppe im Vergleich zu den Behandlungsgruppen signifikant höher (χ2 = 265,729, P < 0,0001). Innerhalb der Behandlungsgruppen waren die Anteile flacher und toter sowie teilweise angeschwollener und toter Weibchen relativ ähnlich und stellten die Mehrheit der Weibchen dar, die in den Gruppen T48 (87 %, n = 107) und T120 (94,1 %, n = 112) gesammelt wurden. Es gab einen signifikanten Unterschied im Fütterungsstatus weiblicher Zecken in der Kontrollgruppe im Vergleich zu weiblichen Zecken in den T48- und T120-Gruppen (χ2 = 24,967, p < 0,0001). Innerhalb der Kontrollgruppe waren 80,3 % der gesammelten Weibchen teilweise vollgestopft und lebendig. Insgesamt waren 57,6 % der gesammelten A. americanum-Männchen am Tag 8 nach der Anheftung am Leben, wobei 44,8 % (n = 43), 17,5 % (n = 14) und 95 % (n = 113) der Männchen lebend gefunden wurden T48-, T120- bzw. Kontrollgruppen.

Eine Zusammenfassung der durchschnittlichen Gewichte vollgestopfter I. scapularis-Weibchen und Eimassen, der ungefähren Anzahl der Eier und der ungefähren Anzahl der schlüpfenden Larven finden Sie in der Zusatzdatei 8: Tabelle S4. Obwohl die Kontrollgruppe im Vergleich zu den Behandlungsgruppen etwas schwerere Weibchen und Eimassen sowie eine größere Anzahl an Eiern und Larven hervorbrachte, wurde festgestellt, dass diese Unterschiede statistisch nicht signifikant waren.

Die Behandlung von Hirschen mit FDF hatte einen erheblichen Einfluss auf die Sterblichkeit/Überlebensrate beider Zeckenarten. Die durchschnittliche Anzahl der geschwollenen I. scapularis-Weibchen, die sich pro Hirsch innerhalb jeder Testgruppe und Untergruppe lösen, und die daraus resultierenden Wirksamkeitsschätzungen sind in Tabelle 3 dargestellt. Amblyomma americanum ernährte sich deutlich langsamer von Blut als I. scapularis und verhinderte somit die Wirksamkeit bei der Verhinderung vollständig geschwollener Weibchen Eine Ablösung war während des 8-tägigen Zeitraums nach der Anbringung nicht möglich (Zusatzdatei 9: Abbildung S4). Die durchschnittliche Anzahl lebender weiblicher I. scapularis und A. americanum (angehängt und abgetrennt), die pro Hirsch und Testuntergruppe beobachtet wurden, und die daraus resultierenden Wirksamkeitsschätzungen sind in Tabelle 4 dargestellt. Repräsentative Fotos von anhaftenden I. scapularis und A. americanum im Rahmen der Kontrolle und Behandlung Gruppen sind in Abb. 3 dargestellt.

Anhaftende Zecken in den Kapseln von behandelten und unbehandelten Weißwedelhirschen. a, b Ixodes scapularis: a ernährt sich aktiv von einem Kontrollhirsch, b tot und an einem Behandlungshirsch befestigt. c, d Amblyomma americanum: c ernährt sich aktiv von einem Kontrollhirsch, b tot und an einem Behandlungshirsch befestigt. Die Verstopfungsrate von I. scapularis war im Vergleich zu A. americanum schneller. Alle Fotos wurden am 6. Tag nach der Befestigung aufgenommen

Die 48-stündige Behandlung von Hirschen mit dem FDF führte im Vergleich zur Kontrollgruppe zu einer Wirksamkeit von 95,6 % bei der Verhinderung von Zecken, die am Tag 7 nach der FDF-Exposition auf Hirsche gesetzt wurden, von der Nahrungsaufnahme bis zur Verstopfung und Ablösung (Tabelle 3). Es führte auch zu einer Verringerung der Überlebensrate der Frauen um 96,2 % im Vergleich zur Kontrollgruppe (Tabelle 4). Die Wirksamkeit der 48-stündigen FDF-Behandlung sank bei Zecken, die am Tag 21 nach der FDF-Exposition auf Hirsche gesetzt wurden, mit einer Verringerung um 46,7 % bei der Ablösung verstopfter Zecken (Tabelle 3) und einer Verringerung der Überlebensrate der Weibchen um 47,2 % (Tabelle 4) im Vergleich dazu die Kontrollgruppe. Die Behandlung von Hirschen mit FDF über einen Zeitraum von 120 Stunden führte zu einer 100-prozentigen Wirksamkeit bei der Reduzierung der weiblichen Überlebensrate (Tabelle 4) und verhinderte, dass Zecken, die am Tag 7 nach der FDF-Exposition auf Hirsche gesetzt wurden, von der Nahrungsaufnahme bis zur Verstopfung und vom Ablösen der Zecken abfielen (Tabelle 3). Bei Zecken, die am 21. Tag nach der FDF-Exposition auf Hirschen platziert wurden, betrug die Wirksamkeit der 120-stündigen FDF-Behandlung bei der Reduzierung abgelöster, angeschwollener Zecken und der Gesamtüberlebensrate 95,6 % bzw. 92,5 %. Bei der Kombination der Untergruppen hinsichtlich des Zeitpunkts der Zeckenplatzierung bei Hirschen führte die 48-stündige FDF-Behandlung zu einer 71,1-prozentigen Reduzierung der freigelassenen, vollgestopften Weibchen (Tabelle 3) und zu einer 71,7-prozentigen Reduzierung der Überlebensrate (Abb. 4) und die 120-stündige Die FDF-Behandlung führte zu einer Verringerung der Schwellung und Ablösung um 97,8 % (Tabelle 3) und einer Verringerung der Überlebensrate um 96,2 % (Abb. 4).

Wirksamkeit von Fipronil-Hirschfutter (FDF) bei der Reduzierung der Überlebensrate von Ixodes scapularis und Amblyomma americanum in den Behandlungsgruppen. T48, Behandlungsgruppe, die 48 Stunden (2 Tage) FDF ausgesetzt war; T120, Behandlungsgruppe, die 120 Stunden (5 Tage) FDF ausgesetzt war

Die 48-stündige Behandlung von Hirschen mit dem FDF führte zu einer Wirksamkeit von 89,7 % bzw. 82,8 %, wenn Zecken am Tag 7 bzw. am Tag 21 nach der FDF-Exposition auf Hirsche gesetzt wurden (Tabelle 4). Die 120-stündige Behandlung von Hirschen mit FDF führte zu einer Wirksamkeit von 100 % bzw. 87,9 %, wenn Zecken am Tag 7 bzw. am Tag 21 nach der FDF-Exposition auf Hirsche gesetzt wurden (Tabelle 4). Bei der Kombination von Untergruppen hinsichtlich des Zeitpunkts der Zeckenplatzierung bei Hirschen führten die 48-stündigen und 120-stündigen FDF-Behandlungen zu einer Verringerung der Überlebensrate um 86,2 % bzw. 94 % (Abb. 4).

Der Großteil des reinen Fipronils wurde metabolisiert oder ausgeschieden. Fipronilsulfon war der Metabolit, der oberhalb der LOQ nachgewiesen wurde.

Die Cp-Werte für jedes Testhirsch sind in Tabelle 5 dargestellt. Bei allen behandelten Hirschen war Fipronilsulfon nachweisbar > LOQ. Die Cp-Werte waren in der 120-Stunden-Expositionsgruppe (T120) am höchsten, wobei der durchschnittliche Cp 57,3 ppb (Tag 7 nach der FDF-Exposition) und 21,7 ppb (Tag 21 nach der FDF-Exposition) betrug. Für die 48-Stunden-Expositionsgruppe (T48) betrugen die durchschnittlichen Cp-Werte 20,1 ppb (Tag 7 nach der FDF-Exposition) und 7,6 ppb (Tag 21 nach der FDF-Exposition). Die Verringerung von Tag 7 auf Tag 21 nach der FDF-Exposition unterstützt die beobachtete Verringerung der Wirksamkeit. Es gab eine signifikante lineare Korrelation zwischen Cp und den mg/kg Fipronil, die von einzelnen Hirschen aufgenommen wurden (r2 = 0,6150; P < 0,0001). Darüber hinaus gab es Korrelationen zwischen Cp und der Anzahl der überlebenden Weibchen von I. scapularis (r2 = 0,2057; P < 0,0260) und A. americanum (r2 = 0,3573; P < 0,0020) pro Hirsch. Allerdings schien die Überlebensrate der Zecken als Reaktion auf einen erhöhten Cp-Wert eher exponentiell als linear abzunehmen, wobei keine weiblichen Zecken überlebten, wenn der Cp-Wert im Plasma ≥ 25,0 ppb betrug.

Explizite Cf-Werte für jedes Reh sind in der Zusatzdatei 10: Tabelle S5 verfügbar. Alle behandelten Hirsche hatten einen Cf > LOQ. Die Cf-Werte waren in der 120-Stunden-Expositionsgruppe (T120) am höchsten, wobei der durchschnittliche Cf 108,8 ppb (Tag 7 nach der FDF-Exposition) und 48,7 ppb (Tag 21 nach der FDF-Exposition) betrug. Für die 48-stündige Exposition (T48) betrugen die durchschnittlichen Cf-Werte 44,8 ppb (Tag 7 nach der FDF-Exposition) und 28,1 ppb (Tag 21 nach der FDF-Exposition). Ähnlich wie bei Cp gab es eine signifikante lineare Korrelation zwischen Cf und den mg/kg Fipronil, die von einzelnen Hirschen aufgenommen wurden (r2 = 0,5680; P < 0,0001).

Die Ct-Werte unterschieden sich signifikant zwischen verschiedenen Gewebeklassifizierungen (χ2 = 81,591, df = 3, P < 0,0001). Fipronil ist eine lipophile Verbindung [48] und es wurde festgestellt, dass der Ct-Wert in Fett im Vergleich zu dem in Fleisch/Muskelgewebe (Z = − 7,905, P < 0,0001) und Fleischnebenprodukten (Z = − 5,906, P) deutlich höher ist < 0,0001) und Leber (Z = − 2,516, P = 0,0119). Darüber hinaus waren die Ct-Werte im Lebergewebe signifikant höher als die Ct-Werte in Fleisch (Z = − 4,918, P < 0,0001) und Fleischnebenprodukten (Z = − 3,816, P < 0,0006). Hirsche, die 120 Stunden lang Fipronil ausgesetzt waren, hatten einen signifikant höheren Ct in Fett (Z = 2,848, P = 0,0044), Fleisch (Z = 5,521, P < 0,0001) und Fleischnebenprodukten (Z = 2,224, P = 0,0261) (Leber war nicht signifikant), im Vergleich zu Hirschen, die 48 Stunden lang Fipronil ausgesetzt waren. Eine Zusammenfassung des Ct in Geweben finden Sie in der Zusatzdatei 11: Tabelle S6. In allen von Hirschen in den Behandlungsgruppen entnommenen Geweben war Ct > LOQ vorhanden. Für T48 (48-Stunden-Exposition) waren die Unterschiede in den Ct-Werten aus Geweben, die am 15. und 29. Tag entnommen wurden, signifikant (Z = − 4,873, P < 0,0001), wobei die Ct-Werte am 29. Tag 74 % (Fett) betrugen, 56 % (Leber), 68,9 % (Fleisch) und 52,8 % (Fleischnebenprodukte) weniger als am 15. Tag. Der Unterschied im Ct zwischen Tag 15 und Tag 29 war signifikant (Z = 4,287, P < 0,0001) im T120 ( 120-Stunden-Exposition)-Gruppe ebenfalls, wobei der Ct-Wert am 29. Tag 67,5 % (Fett), 46,7 % (Leber), 64,7 % (Fleisch) und 74,2 % (Fleischnebenprodukte) niedriger war als am 15. Tag. Unsere Schätzungen legten dies nahe Bei den jeweiligen Hirschen, die 48 und 120 Stunden lang FDF ausgesetzt waren, würden die Ct-Werte nach der Exposition innerhalb von 22 und 38 Tagen (Fett), 32 und 56 Tagen (Leber), 18 und 32 Tagen (Fleisch) unter die EPA-MRLs sinken 24 bzw. 32 Tage (Fleischnebenprodukte) (Abb. 5).

Der vorhergesagte Abbau von Fipronilsulfon in verschiedenen Hirschgewebeklassifizierungen. Fipronil-Abbau in Fleisch/Muskeln (a), Fleischnebenprodukten (b), Fett (c) und Leber (d) von Weißwedelhirschen nach dem Verzehr von Fipronil-Hirschfutter. Die gestrichelte Linie zeigt die für jede Gewebeklassifizierung festgelegten maximalen Rückstandsgrenzwerte an

Weißwedelhirsche stellen einen wichtigen Fortpflanzungswirt für I. scapularis und A. americanum dar, und wirtsspezifische Ansätze wie die Anwendung eines oralen Akarizids haben das Potenzial, die Häufigkeit der Zeckenpopulation und das daraus resultierende Risiko von mit Krankheitserregern infizierten Zeckenstichen drastisch zu reduzieren. Die Ergebnisse dieser Studie legen nahe, dass ein Hirschfutter mit einer Nominalkonzentration von 0,0025 % Fipronil, das Weißwedelhirschen 48 und 120 Stunden lang verabreicht wird, weibliche I. scapularis- und A. americanum-Zecken bekämpfen kann, die am 7. und 21. Tag parasitieren nach der Exposition, wobei die Wirksamkeit von der aufgenommenen Menge und der daraus resultierenden Konzentration von Fipronilsulfon im Plasma abhängt. Die Tatsache, dass wir beim Vergleich von FDF- und Placebo-Verbrauch keine signifikanten Unterschiede feststellten, deutete darauf hin, dass die Aufnahme von Fipronil in die Formulierung die Schmackhaftigkeit des Futters nicht beeinträchtigte. Unsere Ergebnisse legen nahe, dass 100 % von I. scapularis und A. americanum eliminiert wurden, wenn Cp bei ≥ 25 ppb vorhanden war. Darüber hinaus wurde insgesamt nur eine lebende weibliche Zecke (A. americanum) von einem Hirsch mit einem Cp-Wert von 13,5 ppb gesammelt. Die aktuellen Cp-Werte sind höher als die Cp-Werte, die zur Bekämpfung von 100 % der Larven von I. scapularis, die P. leucopus parasitieren, ermittelt wurden (≥ 8,8 ppb) [27], aber deutlich niedriger als die Fluralaner-Konzentrationen im Plasma, die Berichten zufolge zur Bekämpfung von 97 % (13.000 ppb) erforderlich sind ) und 94 % (4000 ppb) I. scapularis-Larven, die Peromyscus maniculatus parasitieren (eine Art, die phylogenetisch eng mit P. leucopus verwandt ist) [50]. Die Integration des Einsatzes oraler Akarizide gegen Nagetiere und Hirsche hätte das Potenzial, die Zeckenbelastung des primären Pathogenwirts und der wichtigsten Fortpflanzungswirte für den I. scapularis-Vektor von B. burgdorferi zu verringern, und könnte bei ordnungsgemäßer Umsetzung möglicherweise zu einer Verringerung der Zeckenlast führen erhebliche Auswirkungen auf die Vektorhäufigkeit und die Prävalenz von B. burgdorferi-Infektionen in den Anwendungsgebieten.

Die Wirksamkeit von FDF bei der Bekämpfung von Zecken am Tag 7 nach der Exposition war unbestreitbar, wobei eine 48-stündige und 120-stündige Exposition beide Zeckenarten erfolgreich bekämpfte. Für I. scapularis wurde eine nahezu vollständige Kontrolle erreicht, wobei insgesamt nur ein abgelöster, angeschwollener I. scapularis gesammelt wurde (nur 48-stündige Exposition). Die Behandlung war auch gegen A. americanum wirksam, wobei in der 120-Stunden-Expositionsgruppe eine vollständige Kontrolle und in der 48-Stunden-Expositionsgruppe eine nahezu 90-prozentige Kontrolle erreicht wurde. Am 21. Tag nach der Exposition führte eine 120-stündige Fipronil-Exposition zu einer hohen Wirksamkeit gegen I. scapularis, wobei insgesamt nur ein freistehendes, geschwollenes Weibchen gesammelt wurde. Die Wirksamkeit der 48-Stunden-Exposition und der 120-Stunden-Exposition gegen A. americanum war am 21. Tag mit einer Wirksamkeit von jeweils > 80 % relativ ähnlich. Amblyomma americanum ernährt sich im Vergleich zu I. scapularis über einen längeren Zeitraum von Blut, wobei etwa 70 % der Weibchen der erstgenannten Art 12–16 Tage benötigen, um die volle Blutschwellung zu erreichen [51], weshalb die von uns verwendete A. americanum eine größere Blutverstopfung aufwies Tendenz, im Vergleich zu I. scapularis, während der gesamten 8-tägigen Zeit nach der Anheftung anhaften zu bleiben. Daher konnten wir diese Art erst nach vollständiger Verstopfung und Ablösung beobachten. Wenn man bedenkt, dass diese Weibchen möglicherweise weitere 4–8 Tage lang gefüttert haben, vermuten wir stark, dass die Wirksamkeit gestiegen wäre und in allen Behandlungsgruppen 100 % erreicht hätte. Für die Zwecke dieses Proof-of-Concept-Laborexperimentes wurde festgestellt, dass beide Zeckenarten gleichzeitig untersucht werden können. Wenn jedoch in Zukunft explizite Daten zur Anschwellung und Ablösung von A. americanum gewünscht werden, müssen Forscher erwägen, ausschließlich diese Art zu evaluieren und den Zeitraum nach der Anheftung um mehrere Tage zu verlängern. Die oben genannten Werte erfüllen die zuvor von der EPA für die Bundeszulassung festgelegten Wirksamkeitsanforderungen, die eine Wirksamkeit von 80–100 % gegen Zeckenvektoren nahelegen [39]. Wenn sich das Produkt auch unter Feldbedingungen als schmackhaft erweist und somit einen beträchtlichen Anteil der Hirsche erreichen kann, deutet die Tatsache, dass FDF bis zum 21. Tag nach der Exposition wirksam war, darauf hin, dass das Produkt unter Feldbedingungen relativ selten verwendet werden konnte würde die in die Umwelt gelangende Menge an Akariziden verringern und damit das Risiko einer Exposition gegenüber Nichtzielarten und einer Bioakkumulation verringern. Aus Managementsicht sind die oben genannten Ergebnisse ermutigend.

Eine direkte Resistenz wirtssuchender Arthropoden gegen Fipronil gilt als unwahrscheinlich [49, 52], und die Wirksamkeit von Fipronil bei niedrigen Konzentrationen ermöglicht reduzierte Anwendungsmengen, die im Vergleich zu anderen Kandidatenverbindungen wie Malathion und Carbaryl ein geringeres Risiko für Nichtzielorganismen darstellen [ 53]. Die akute orale LD50 (letale Dosis für 50 % der Versuchstiere/Probanden) von Fipronil, die für repräsentative Säugetierarten berichtet wurde, beträgt 97 mg/kg (Ratten) [54]. Der Fipronil-Verbrauch durch Hirsche lag in der aktuellen Studie zwischen 0,24 mg/kg und 0,99 mg/kg für die 48-stündige Exposition und 0,44 mg/kg bis 1,47 mg/kg für die 120-stündige Exposition (Tabelle 1). Die Fipronil-Expositionsrate ist aufgrund der geringen Fipronil-Konzentration in FDF (0,0025 %) verringert. Beispielsweise verzehrte ein Hirsch der T120-Gruppe mit einem Gewicht von 104 kg 5 kg FDF, was 1,2 mg/kg verzehrtem Fipronil entsprach (Tabelle 1). Derselbe Hirsch müsste in einer Sitzung mehr als 403 kg FDF verzehren, um genug Fipronil aufzunehmen, um die orale LD50 für Säugetierarten zu überschreiten, eine Leistung, die höchst unwahrscheinlich wäre. Die Fähigkeit von FDF, in relativ geringen Häufigkeiten angewendet zu werden, verringert in Kombination mit der geringen Fipronil-Dosis in der Formulierung das Risiko für Nichtzielarten wie Waschbären, Nagetiere oder Vögel, falls diese mit FDF in Kontakt kommen. Allerdings werden Feldanwendungen mit erhöhten, artspezifischen Futterhäuschen für Hirsche durchgeführt, um den Zugang von Nichtzielarten, einschließlich potenziell empfindlicherer Tierarten wie Kaninchen, erheblich zu reduzieren oder zu verhindern [55]. Zukünftige Studien zum Feldeinsatz von FDF sollten die Anwendungsmengen sorgfältig abwägen und Nichtzielarten in behandelten Gebieten explizit überwachen, um ein geringeres Umweltrisiko sicherzustellen. Angesichts der Tatsache, dass sich Fipronil als wirksam gegen Überträger menschlicher Krankheiten wie Flöhe, Mücken und Phlebotomin-Sandfliegen erwiesen hat, könnte ein Schwerpunkt künftiger Forschung darin liegen, die Auswirkungen der Fipronil-Behandlung auf andere blutsaugende Arthropoden zu untersuchen, die mit Hirschen in Zusammenhang stehen, wie z. B. Mücken Arten [56] Ceratopogonidae [57] und Hirschkeds [58].

Während die Wirksamkeitsergebnisse unseres Experiments den Empfehlungen des Bundes entsprechen, legt die LC/MS-Analyse von Geweben nahe, dass die Konzentrationen von Fipronilsulfon in verschiedenen Geweben weiter untersucht werden sollten und dass entsprechende Änderungen der Behandlungspläne in Betracht gezogen werden sollten. Unsere Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Fipronilsulfonspiegel innerhalb eines moderaten Zeitraums unter die von der EPA festgelegten MRL-Werte fallen werden, wobei Fipronil in der Leber am langsamsten abgebaut wird. Unseres Wissens haben die US-amerikanische FDA und die US-EPA keine MRL-Werte für Hirsche festgelegt. Daher erachteten wir bei der Bewertung der Ergebnisse die MRL-Werte für Wiederkäuer als am besten geeignet. Der Verzehr von Wildleber wird im Allgemeinen aufgrund einer möglichen Infektion mit dem Leberegel (Fascioloides magna) [59, 60] oder einer Kontamination durch Schwermetalle wie Cadmium [61, 62] nicht empfohlen. Wir stellen fest, dass die Hirsche in dieser Studie in Gefangenschaft aufgezogen wurden. Faktoren wie Umweltbedingungen, Futterverfügbarkeit und Stressfaktoren können die Fettreserven, die Verdauung und die Stoffwechselraten bei Weißwedelhirschen beeinflussen [63, 64], und diese Faktoren können sich in Wildpopulationen von denen in Gefangenschaft unterscheiden. Daher können sich der Metabolismus und Abbau von Fipronil bei Wildhirschen von denen bei in Gefangenschaft gehaltenen Hirschen unterscheiden, und es könnte sich lohnen, dies in zukünftigen Forschungen zu untersuchen. Indem wir diese gesammelten Daten verwenden, um zu versuchen, den exponentiellen Abbau von Fipronil vorherzusagen, können wir einige erste Annahmen treffen, die bei Managementplänen hilfreich sind. Wenn die Behandlungsstrategien dieser Pen-Studie vor Ort angewendet werden, könnte FDF in Staaten am effizientesten wirken, in denen die Lyme-Borreliose endemisch ist und in denen es im Frühjahr beträchtliche Spitzen bei adulten I. scapularis gibt [65], bei gleichzeitiger gezielter Bekämpfung von Spitzen in A. americanum. Eine Behandlung im Frühjahr und im Früh- bis Hochsommer würde ausreichend Zeit für den Fipronil-Entzug im Hirschgewebe vor der Hirschjagdsaison im Herbst lassen, die mit einem Höhepunkt der Herbstaktivität von I. scapularis-Erwachsenen zusammenfällt. Zwei Faktoren machen A. americanum zu einem idealen Ziel für die FDF-Behandlung: (i) alle drei Lebensstadien von A. americanum nehmen Blutmahlzeiten von Weißwedelhirschen auf [6]; und (ii) jede Lebensphase weist eine Spitzenaktivität auf, die außerhalb der Hirschjagdsaison im Herbst auftritt [66,67,68]. Darüber hinaus können in bestimmten Szenarien Modifikationen vorgenommen werden, beispielsweise das Mischen von FDF mit unbehandeltem Placebo oder ganzem Mais, um die Fipronil-Konzentration zu verdünnen. Eine niedrigere Fipronil-Konzentration (z. B. 0,0005 %) könnte es ermöglichen, dass FDF über einen längeren Zeitraum unter Feldbedingungen gleichzeitig mit der höchsten Aktivität erwachsener Zecken präsentiert wird, oder könnte möglicherweise das Potenzial für eine reduzierte/kurzfristige Behandlung während der Jagdsaison erhöhen. Agentenbasierte Vektor-Wirt-assoziative Modellierung [69] könnte bei der Vorhersage des Potenzials verschiedener FDF-Behandlungsszenarien hilfreich sein. Letztendlich wird ein Feldversuch erforderlich sein, um die Konzentrationen von Fipronilsulfon im Gewebe von Wildhirschen zu bestätigen und die beste Vorgehensweise für zukünftige Managementpläne zu bestimmen, die den Einsatz von FDF beinhalten könnten.

Wir beabsichtigen, mögliche alternative Behandlungsansätze in Regionen zu untersuchen, in denen Bedenken hinsichtlich der chronischen Auszehrungskrankheit (CWD) und der Rindertuberkulose (bTB) das Hetzen von Hirschen ausschließen. Die Besorgnis konzentriert sich in erster Linie auf die unnatürliche Ansammlung großer Hirschgruppen, die durch Köder verursacht werden kann und anschließend das Risiko einer direkten Kontaktübertragung von CWD und bTB erhöhen kann (70, 71). Ähnlich wie im Mittleren Westen der USA werden Strategien zum Einsatz von Impfstoffen erforscht [72], ein alternativer Ansatz, der in Betracht gezogen wird, besteht darin, ein großes Netz gleichmäßig platzierter Futterhäuschen zu entwickeln, die jeweils eine kleine Menge FDF (ca. 0,5 kg) enthalten, um auf einige Hirsche zu zielen. statt großer Gruppen, wodurch die Versammlung reduziert wird. Die Logistik einer solchen Strategie muss in zukünftigen Feldtests weiter untersucht werden.

In früheren Studien haben viele Forscher explizit Schwierigkeiten im Zusammenhang mit der manuellen Zeckenfütterung an Tieren beschrieben [26, 73, 74]. Die von uns verwendeten Kapselgrößen und -abmessungen waren ausreichend, um 20 Paarungspaare von I. scapularis zu halten, da die Oberfläche unserer Kapseln (7 × 7 cm) und die Kapseltiefe (18 mm) die Oberfläche (5 × 5 cm) überstiegen. und Kapseltiefe (8 mm) ähnlicher Kapseln, die zur Infizierung von Kaninchen mit 20 Paarungspaaren von I. scapularis verwendet werden [44]. Während es uns relativ erfolgreich gelang, Zecken bei den Hirschen zu bergen, hatten wir immer noch Probleme mit der Schädigung oder dem Verlust von I. scapularis, insbesondere innerhalb der Kontrollgruppe. Da FDF die Sterblichkeit innerhalb der Behandlungsgruppen erhöhte, war bei den Hirschen in den Behandlungsgruppen vermutlich eine geringere Reizung zu verzeichnen, da sich weniger Weibchen aktiv an der Nahrungsaufnahme beteiligten, was die Wahrscheinlichkeit verringerte, dass die Hirsche versuchten, die Kapseln zu lösen. Angesichts der geringen Größe der Männchen von I. scapularis reichte offenbar eine geringfügige Verschiebung der Kapseln innerhalb der Kontrollgruppe aus, um die Flucht zu fördern. Die erhöhte Reizung, die durch das aktive Anschwellen der Weibchen und die anschließende Verschiebung der Kapseln verursacht wurde, führte dazu, dass viele Weibchen beschädigt/geplatzt wurden oder im geronnenen Blut der geplatzten Weibchen erstickten, was zu einer erhöhten Anzahl toter, teilweise geschwollener Weibchen führte. Daher war die von Abbott [47] beschriebene Formel entscheidend für die Abschätzung der Wirksamkeit unter Berücksichtigung der Überlebensrate von Zecken in der Kontrollgruppe. Bei A. americanum war das kein Problem, da sie viel langsamer fressen. Obwohl unsere Kapseltiefe die von Almazan et al. empfohlenen Spezifikationen übertraf. [44] (10 mm) vermuten wir, dass die Schädigung von A. americanum zu einem erheblichen Problem geworden sein könnte, wenn sie sich von einer Zecke ernährt hätten, da es sich um eine viel größere Zecke handelt, die bei vollständiger Zecke durchschnittlich > 600 mg wiegt [75, 76]. Forscher möchten möglicherweise in zukünftigen Studien weitere Modifikationen an diesen Kapseln vornehmen, um die Anheftung, Genesung und Überlebensrate der Zecken weiter zu verbessern. Während die beschriebenen Probleme unsere Fähigkeit einschränkten, signifikante FDF-Auswirkungen auf den Erfolg der Eiablage und das Auflaufen der Larven zu bestimmen, ist es erwähnenswert, dass die ungefähren gelegten Eier/Weibchen und die ungefähren Larven/Weibchen innerhalb der Behandlungsgruppen im Vergleich zu denen der Kontrolle leicht reduziert waren Gruppe, und dass dies möglicherweise in zukünftigen Studien weiter untersucht werden sollte. Wenn ein Feldversuch durchgeführt wird, bei dem FDF wilden Hirschen verabreicht wird, könnten Forscher erwägen, überfüllte Weibchen von behandelten Hirschen in freier Wildbahn zu entfernen und sie auf Erfolg bei der Eiablage zu überwachen.

Die Ergebnisse der vorliegenden Studie belegen den potenziellen Nutzen eines oralen Akarizids auf Fipronil-Basis bei der Bekämpfung von mindestens zwei medizinisch wichtigen Zeckenarten, indem sie Erkenntnisse über das Bekämpfungspotenzial bis zu 21 Tage nach der Exposition liefern. Die Ergebnisse zu Fipronil-Rückständen in Geweben, Plasma und Fäkalien liefern auch dringend benötigte Einblicke in das Schicksal von Fipronil und seinen Metaboliten und bieten eine mögliche Blaupause für zukünftige Studien. Der nächste logische Schritt wäre ein Feldversuch, bei dem Wildhirsche an vorher festgelegten Expositionspunkten FDF ausgesetzt würden. Anschließend würden Hirsche auf dem Feld sediert und Ektoparasiten gesammelt, um die Auswirkungen auf die Belastung durch parasitierende Zecken zu bestimmen. Eine Teilprobe von Hirschen würde ebenfalls eingeschläfert und Gewebe entnommen, um das Schicksal von Fipronil bei Wildhirschen zu bestimmen. Sollte sich diese Proof-of-Concept-Feldarbeit als erfolgreich erweisen, wäre ein mehrjähriger groß angelegter Feldversuch der nächste logische Schritt. Die Bestätigung der Wirksamkeit und Sicherheit dieses Produkts unter Feldbedingungen könnte den Weg für die Bundeszulassung eines Produkts ebnen, das für die groß angelegte Zeckenbekämpfung verfügbar ist. Ein Fipronil-Produkt, das in großem Umfang auf Wildwiederkäuer abzielt, hat das Potenzial für eine Vielzahl nützlicher Anwendungen. Frühere Untersuchungen haben gezeigt, dass niedrig dosierte orale Fipronil-Köder wirksam zur Bekämpfung von Zecken [26, 27], Flöhen [23, 24, 25], Sandfliegen [28, 29] und Mücken [22, 30] eingesetzt werden können, die eine Vielzahl von Parasiten befallen Säugetierwirte, einschließlich Nagetiere und Wiederkäuer. Andere Zeckenarten von medizinischer oder veterinärmedizinischer Bedeutung, wie Rinderzecken (Rhipicephalus annulatus, R. microplus) und H. longicornis, nutzen ebenfalls Weißwedelhirsche als Blutmehlwirt [7, 8] und wären für diese Behandlung anfällig sowie. Daher sollten Forscher die Verwendung von FDF zur Bekämpfung anderer Arthropodenvektoren untersuchen, die über die in der aktuellen Studie untersuchten hinausgehen. Das ultimative Ziel ist die Herstellung eines staatlich zugelassenen Produkts zur Bekämpfung von Arthropoden, die Weißwedelhirsche befallen. Wenn die US-amerikanische FDA die Zulassung für ein neues Tierarzneimittel erhält, könnte FDF ein nützliches Mittel zur Bekämpfung mehrerer Arthropodenarten darstellen, die wilde Wiederkäuer parasitieren und auf den Menschen übertragbare Krankheitserreger übertragen können.

Die während der aktuellen Studie generierten und/oder analysierten Datensätze sind auf begründete Anfrage beim jeweiligen Autor erhältlich.

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Referenzen herunterladen

Wir möchten Dr. Lars Eisen von der US-amerikanischen CDC (Abteilung für durch Vektoren übertragene Krankheiten) für die Bereitstellung wertvoller Erkenntnisse danken, die die Qualität dieser Forschung und dieses Manuskripts bereichert haben. Wir danken außerdem Dr. Gregory Dooley vom CSU Environmental Medicine Analytical Laboratory (Fort Collins, CO) für seine Unterstützung bei den HPLC- und LC/MS-Analysen. Darüber hinaus danken wir Lisa Coburn von der Oklahoma State Tick Rearing Facility (Stillwater, OK) für die Bereitstellung aller in dieser Studie verwendeten Zecken. Wir danken Dr. Jacob Werner von der Penn State University (University Park, PA) für seine Tätigkeit als IACUC-Tierarzt, die Durchführung aller erforderlichen Euthanasie und seine große Unterstützung bei den im Rahmen dieser Studie durchgeführten Autopsien der Hirsche. Wir danken Dr. Kathleen Rhoads vom Centre Heard Health Services, Inc. für die Bereitstellung tierärztlicher Untersuchungen vor der Studie. Wir danken Dr. Erika Machtinger von der Penn State University (University Park, PA) für die Bereitstellung einer wissenschaftlichen Mitarbeiterin zur Unterstützung dieses Projekts (KG). Abschließend möchten wir uns bei Nicholas Hogg, Amanda Peirson, William Tucker, Brady Hawkins, Michaela Wallingford, Kevin Lovasik, Adrianna Mowrer, Nicholas Hultz, Kalah Gries, Jennifer Babyak, Collette Sprague, Kehmanei Todman, Madyson Dailey und Laron Frazier für die Bereitstellung bedanken praktische technische Unterstützung bei der Handhabung und Wartung von Weißwedelhirschen. Die Studie wurde durch ihre Hilfe, Großzügigkeit und Unterstützung erheblich verbessert.

Diese Forschung wurde durch einen Vertrag (Nr. 75D30120C09834) zwischen dem US-amerikanischen CDC und Genesis Laboratories, Inc. unterstützt.

Genesis Laboratories, Inc., Wellington, CO, USA

David M. Poché, Zachary Smith, Batchimeg Tseveenjav und Richard M. Poché

Pennsylvania State University, University Park, PA, USA

Donald Wagner, Kylie Green und Noah Hawthorne

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DMP, RMP akquirierte Fördermittel. DMP, DW, RMP haben die Studie entworfen. DMP, DW hat das Protokoll geschrieben. RMP, BT überprüfte das Protokoll. DMP fungierte als Leiter und Direktor des Studienteams. DW überwachte und leitete die gesamte Handhabung, Wartung und Pflege der Weißwedelhirsche. DW, DMP und BT haben die ethische Genehmigung für die Verwendung an Tieren erhalten. DMP, DW, KG, NH, ZS führten das Experiment durch. DMP und BT organisierten und überprüften die Richtigkeit aller Rohdaten. DMP führte alle Datenanalysen durch. DMP hat das Manuskript geschrieben. DMP, RMP überarbeiteten das Manuskript. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit David M. Poché.

Alle während dieser Studie mit Weißwedelhirschen durchgeführten Verfahren und das Testprotokoll wurden vom PSU Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) (15. Februar 2021) genehmigt und befolgten das Tierschutzgesetz und die PSU-IACUC-Richtlinien (PSU-Protokoll Nr . PROTO202101784).

Unzutreffend.

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Gruppenspezifika. Zusammenfassung der Testgruppe Hirsche, die während der Gehegestudie verwendet und mit Fipronil-Hirschfutter (FDF) oder einem Placebo-Hirschfutter gefüttert wurden.

Präsentation von Fipronil-Hirschfutter. FDF wurde während des Expositionszeitraums in einem erhöhten Futterhäuschen für Hirsche präsentiert.

Zeckenkapsel.

Zusätzliche Datei 4. Video S1. Zeckenanwendung. Amblyomma americanum (20 Paarungspaare) wird in eine Kapsel eingeführt, die an einem Testhirsch befestigt ist.

Hirsche in Einzelgehegen mit fertigen, angehängten Kapseln.

Gewebedetails. Klassifizierung, von der US-Umweltschutzbehörde festgelegte maximale Rückstandsgrenzwerte (MRL) und Gewebeidentifizierung für alle Gewebe, die von allen eingeschläferten Hirschen entnommen wurden.

Studienplan. Für jedes Reh werden spezifische Zeitpunkte der Akklimatisierung, der Exposition, der Zeckenanheftung, der Nachanheftung, der Kapselkontrollen und der Gewebeentnahme angegeben.

Eier und Larven von Ixodes scapularis. Die durchschnittlichen Gewichte ± Standardabweichung (SD) für vollgestopfte I. scapularis-Weibchen und die ungefähre Anzahl der Eier und Larven, die innerhalb der FDF-Behandlungs- und Kontrollgruppen produziert wurden.

Ixodes scapularis und Amblyomma americanum ernähren sich von einem Kontrollhirsch. Obwohl A. americanum eine größere Zecke als I. scapularis ist, ist die Verstopfungsrate deutlich langsamer.

Cf-Werte für jeden Weißwedelhirsch.

Fipronilsulfon im Gewebe von Weißwedelhirschen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Poché, DM, Wagner, D., Green, K. et al. Entwicklung eines niedrig dosierten Fipronil-Hirschfutters: Bewertung der Wirksamkeit gegen zwei medizinisch wichtige Zeckenarten, die Weißwedelhirsche (Odocoileus virginianus) unter Stallbedingungen parasitieren. Parasiten Vektoren 16, 94 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05689-1

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Eingegangen: 21. November 2022

Angenommen: 02. Februar 2023

Veröffentlicht: 09. März 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-023-05689-1

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